Summary

색색세포 기반 분석법을 사용하여 AAV에 대한 항체 중화를 검출하는 단계별 방법

Published: December 07, 2021
doi:

Summary

포괄적인 실험실 프로토콜 및 분석 워크플로우는 AAV6에 대한 중화 요소를 감지하기 위해 신속하고 비용 효율적이며 간단한 색채 세포 기반 분석법을 위해 설명됩니다.

Abstract

재조합 아데노 관련 바이러스(rAAV)는 실험실과 클리닉 모두에서 다양한 건강 상태를 치료하기 위해 유전 물질을 옮기는 안전하고 성공적인 벡터로 입증되었습니다. 그러나, AAV capsids에 대하여 기존의 중화 항체 (NAbs)는 큰 동물 실험 모형 및 인간 인구 둘 다에 있는 유전자 치료의 성공적인 행정을 위한 지속적인 도전을 제기합니다. AAV에 대한 숙주 면역을 위한 예비 스크리닝은 연구 도구와 임상적으로 실행 가능한 치료제로서 AAV 기반 유전자 치료의 효능을 보장하기 위해 필요하다. 이 프로토콜은 AAV 혈청형 6(AAV6)에 대한 중화 요인을 감지하기 위해 체외 분석에서 착색을 설명합니다. 분석은 알칼리성 인산화(AP) 리포터 유전자와 그 기판 NBT/BCIP 사이의 반응을 활용하여 조합시 불용성 정량화 가능한 보라색 얼룩을 생성한다.

이 프로토콜에서 혈청 샘플은 AP를 표현하는 AAV와 결합되어 잠재적 중화 활동이 발생할 수 있도록 배양됩니다. 바이러스 혈청 혼합물은 이후에 중화되지 않은 모든 AAV의 바이러스 성 변환을 허용하기 위해 세포에 첨가됩니다. NBT/BCIP 기판이 첨가되고 바이러스 성 트랜스듀션 및 중화 활동에 대응하는 염색체 반응을 겪는다. 영역 색상의 비율은 자유 소프트웨어 도구를 사용하여 양으로 양화되어 중화 티터를 생성합니다. 이 분석은 착색과 바이러스 성 농도 사이의 강한 긍정적 인 상관 관계를 표시합니다. 재조합 AAV6의 투여 전후 양으로부터의 혈청 샘플의 평가는 중화 활성의 극적인 증가로 이어졌다 (125 받는 >10,000 배 증가). 분석은 >1:32,000 혈청 희석제에서 중화 활동을 감지하는 적절한 감도를 나타냈다. 이 분석법은 AAV에 대한 NAbs를 감지하는 간단하고 빠르며 비용 효율적인 방법을 제공합니다.

Introduction

아데노 관련 바이러스(AAV)는 심혈관, 폐, 순환, 안구 및 중추 신경계에 영향을 미치는 다양한 건강 상태에 대한 임상 시험 치료에 유전자 요법을 전달하기 위한 벡터로 점점 더 많이 사용되고 있다1,2,3,4,5. 선도적인 유전자 치료 플랫폼으로서 AAV 벡터의 인기는 양성 안전 성, 장기 간 질유전자 발현 및 광범위한 조직 별 트로피즘1,6에서 비롯됩니다. 동물 연구에서 성공적인 결과는 성공적으로 그들의 효험 끝점에 도달한 50 개 이상의 AAV 유전자 치료 임상 시험을 위한 도로를 포장했습니다7, 미국 식품 의약국 의해 승인된 첫번째 상업적으로 유효한 AAV 유전자 치료 약의 방출8. 초기 성공에 이어, AAV는 선택의 벡터로서 기본 및 임상 연구 분야에서 견인력을 계속 얻고 있으며 현재 미국과 유럽에서 임상 사용을 위해 승인 된 유일한 생체 유전자 치료법입니다9. 그럼에도 불구하고, AAV 벡터 캡시드에 대한 기존의 중화 항체(NAbs)의 존재는 임상 전 연구와 임상 시험의 효능 모두에 방해가 되고 있다. NAbs는 순진한 인간과 동물 집단 모두에서 존재하며 AAV 벡터1생체 투여에 따른 유전자 전이를 억제한다. AAV 혈청화는 대부분의 유전자 치료 예심을 위한 제외 기준이고, 그러므로 호스트 면제를 위한 예비 검열은 실험실과 진료소 둘 다에서 중요합니다. AAV에 대한 NAbs의 존재를 감지할 수 있는 분석서를 확립하는 것은 모든 AAV 유전자 치료 기반 연구 프로젝트의 파이프라인에 필수적인 단계입니다. 이 보고서는 AAV6에 초점을 맞추고 있다 그 효율적이 고 선택적 변환 으로 인해 연구자에 게 관심 있다 (심장과 골격 근육)1,10,11,12. 유전자 치료는 침략적인 개방 심장 절차 없이 심혼을 구체적으로 표적으로 하기 어렵기 때문에 심혼을 표적으로 하기 위한 유망한 전략으로 여겨됩니다.

중화 활성은 일반적으로 세포 기반 의 체외 또는 생체 내 트랜스포션 억제 분석체를 사용하여 결정된다. 생체 내 NAb assays는 일반적으로 시험 대상자(예를 들어, 인간 또는 큰 동물)로부터 혈청을 마우스로 투여하고, 리포터 유전자를 가진 AAV가 그 뒤를 잇고, 이어서 리포터 유전자 또는 해당 항원의 발현을 위한 테스트를 포함한다. 시험관 내 실험은 리포터 유전자를 표현하는 재조합 AAV(rAAV)를 사용하여 인간 또는 대형 동물로부터 혈청 또는 플라즈마를 배양하여 NAb 티터를 결정합니다. 세포는 혈청/바이러스 혼합물에 감염되고, 리포터 유전자 발현이 억제되는 정도는 대조군과 비교하여 평가된다. 시험관 내 소는 상대적으로 낮은 비용, 테스트의 급속성 및 생체 내 에세이에 비해 표준화 및 유효성 검사에 대한 더 큰 용량으로 인해 NAb 스크리닝에 널리 사용됩니다. 생체 내 아세약은 종종 더 큰 감도가보고15,16, 하지만 같은 주장은 체외 애사14,17관한 만들어졌다.

현재까지, 시험관 내 NAb 아세약은 주로 발광(luciferase)을 중화를 검출하기 위해 기자 유전자로서 사용하였다. 빛 기반 방법은 많은 맥락에서 장점이 있지만, 색색/염색체 NAb 분석법은 어떤 상황에서도 유리할 수 있다. 중화를 평가하기 위한 색인 분석법에서는 인플루엔자 및 아데노바이러스18,19와 같은 다른 바이러스에 성공적으로 사용되었습니다. 그들의 매력은 단순함, 저렴한 비용 및 일상적인 실험실 장치 및 tools20에 대한 요구 사항에서 비롯됩니다. 발광 기반 리포터 유전자를 사용하는 NAb 분석은 분석21에 비용이 많이 드는 기판 키트, 광미계 및 해당 소프트웨어가 필요합니다. 이 색분석 분석은 가벼운 현미경과 매우 저렴한 기판을 필요로하는 장점이 있습니다. 색인과 발광 분석의 민감도에 대한 보고는 상충하는 결과를 낳았습니다. 한 연구는 발광 기반 ELISA 분석 이 더 큰 감도 및 색상 분석에 비교 재현성을 표시 제안 22, 다른 발견 된 색인식 기반 ELISA 분석 더 큰 감도23. 여기서, 알칼리인스파타제(AP) 리포터 유전자와 니트로 블루 테트라졸륨/5-브로모-4-클로로-3-인돌릴 인산염(NBT/BCIP) 기산염(NBT/BCIP) 기산염을 인코딩하는 AAV 사이의 염색체 반응을 활용하는 AAV에 대한 시험관 NAb 분석에 대한 상세한 프로토콜이 제공된다. 이러한 단계별 프로토콜은 AAV24에 대한 중화 활성을 검출하기 위해 hPLAP(인간 태반 알칼리인스파라스) 리포터 유전자(AAV6-hPLAP)를 활용한 이전 보고서에 기초하여 개발되었다. 이 분석법은 비용 효율적이고 시간 효율적이며 설치가 용이하며 최소한의 기술 기술, 실험실 장비 및 시약이 필요합니다. 더욱이, 이 분석의 단순성은 세포, 조직, 또는 바이러스성 혈청형의 다른 모형에 걸쳐 광범위한 응용에 최적화될 가능성을 제공합니다.

Protocol

동물 관리 및 실험의 모든 측면은 신경 과학 및 정신 건강 지침의 플로리 연구소와 참조 25 다음 과학적 목적을 위한 동물의 관리 및 사용에 대 한 호주 코드에 따라 실시 되었다. 1.5-3세 메리노 에베가 연구에 사용되었습니다. 분석 프로토콜에 대한 회로도 개요는 그림 1에 제공됩니다. <img alt="Figure 1" class="xfigimg"…

Representative Results

플레이트 커버리지를 위한 최적의 바이러스 성 복용량을 확립 하는 Trans유도 분석HT1080 세포, 잘 확립 된 섬유 육종 세포주, 이 분석에 대 한 선택 되었다. 1 x 104 HT1080 셀/웰의 농도는 96웰 플레이트의 각 웰에 ~50%의 세포 결합을 제공한다. 분석에 대한 최적의 바이러스 농도를 결정하기 위해, hPLAP(인간 태반 알칼리인포스파사제) 기자 유전자(AAV6-hPLAP)31은 세?…

Discussion

이 보고서는 체외 바이러스 성 트랜스듀션의 정도에 해당하는 염색체 반응을 평가하여 주어진 혈청 샘플에서 AAV 중화의 정도를 평가하는 색법 분석법을 설명합니다. 프로토콜의 개발은 면역 조직화학과 같은 응용 분야에서 단백질 표적의 검출을 위한 스테닝 도구로 널리 활용되고 있는 효소 알칼리인인포스파아제와 NBT/BCIP 사이의 공지된 염색체 반응에 기초하여, 바이러스 성 전도를 평가…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 JRM과 CJT (ID 1163732)에 대한 국가 보건 및 의료 연구 위원회 프로젝트 보조금에 의해 부분적으로 빅토리아 정부의 운영 인프라 지원 프로그램에 의해 지원되었습니다. SB는 공동 베이커 심장과 당뇨병 연구소 – 라 트로브 대학 박사 장학금에 의해 지원됩니다. KLW는 샤인 온 재단과 호주 국립 심장 재단 (ID 102539)의 미래 지도자 펠로우십에 의해 지원됩니다. JRM은 국민 건강 및 의학 연구 위원회 수석 연구 펠로우십 (ID 1078985)에 의해 지원됩니다.

Materials

0.05% Trypsin/EDTA Gibco 25300-054
50 mL conical centrifuge tube Falcon 14-432-22 Or equivalent
75 cm2 square flasks Falcon 353136 Or equivalent
96 well flat bottomed plate Falcon 353072
AAV6-CMV-hPLAP Vector Muscle Research & Therapeutics Lab (University of Melbourne, Australia) AAV6-CMV-hPLAP can be provided upon request.
Aluminium foil
Anti-AAV6 (intact particle) mouse monoclonal antibody, (ADK6) PROGEN 610159 Positive control monoclonal antibody
BCIP/NBT SIGMAFAST B5655
Cell and tissue culture safety cabinet
Electronic Pipette 5 & 10 mL stripette inserts
Fetal Bovine Serum Gibco 10099-141
Haemocytometer
High glucose Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) Gibco 11965118
HT1080 cells ATCC
ImageJ Software Freely available: https://imagej.nih.gov/ij/download.html
Incubator 37 °C, 5% CO2
Light microscope with camera Capable of taking photos with a 4x objective lens
Oven For a 65 °C incubation
Paraformaldehyde MERCK 30525-89-4
Penicillin Streptomycin Gibco 15140-122
Phosphate buffered saline
Pipettes and tips 20 μL, 200 μL & 1 mL single pipettes and tips & 200 μL multichannel pipette
Stericup quick release filter Millipore S2GPU10RE Used for combining media reagents
Trypan blue solution Sigma-Aldrich T8154
VACUETTE TUBE 8 ml CAT Serum Separator Clot Activator Greiner BIO-ONE 455071 Used for serum collection & processing from sheep
Water bath

References

  1. Bass-Stringer, S., et al. Adeno-associated virus gene therapy: Translational progress and future prospects in the treatment of heart failure. Heart, Lung and Circulation. 27 (11), 1285-1300 (2018).
  2. Casey, G. A., Papp, K. M., MacDonald, I. M. Ocular gene therapy with adeno-associated virus vectors: current outlook for patients and researchers. Journal of Ophthalmic and Vision Research. 15 (3), 396-399 (2020).
  3. Lykken, E. A., Shyng, C., Edwards, R. J., Rozenberg, A., Gray, S. J. Recent progress and considerations for AAV gene therapies targeting the central nervous system. Journal of Neurodevelopmental Disorders. 10 (1), 16 (2018).
  4. Guggino, W. B., Cebotaru, L. Adeno-Associated Virus (AAV) gene therapy for cystic fibrosis: Current barriers and recent developments. Expert Opinion on Biological Therapy. 17 (10), 1265-1273 (2017).
  5. Perrin, G. Q., Herzog, R. W., Markusic, D. M. Update on clinical gene therapy for hemophilia. Blood. 133 (5), 407-414 (2019).
  6. Wang, D., Tai, P. W. L., Gao, G. Adeno-associated virus vector as a platform for gene therapy delivery. Nature Reviews Drug Discovery. 18 (5), 358-378 (2019).
  7. Kuzmin, D. A., et al. The clinical landscape for AAV gene therapies. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (3), 173-174 (2021).
  8. Russell, S., et al. Efficacy and safety of voretigene neparvovec (AAV2-hRPE65v2) in patients with RPE65-mediated inherited retinal dystrophy: A randomised, controlled, open-label, phase 3 trial. Lancet. 390 (10097), 849-860 (2017).
  9. Weber, T. Anti-AAV Antibodies in AAV gene therapy: Current challenges and possible solutions. Frontiers in Immunology. 12, 658399 (2021).
  10. Weeks, K. L., et al. Phosphoinositide 3-kinase p110alpha is a master regulator of exercise-induced cardioprotection and PI3K gene therapy rescues cardiac dysfunction. Circulation: Heart Failure. 5 (4), 523-534 (2012).
  11. Gregorevic, P., et al. Systemic delivery of genes to striated muscles using adeno-associated viral vectors. Nature Medicine. 10 (8), 828-834 (2004).
  12. Bernardo, B. C., et al. Gene delivery of medium chain acyl-coenzyme A dehydrogenase induces physiological cardiac hypertrophy and protects against pathological remodelling. Clinical Science (London). 132 (3), 381-397 (2018).
  13. Meliani, A., et al. Determination of anti-adeno-associated virus vector neutralizing antibody titer with an in vitro reporter system. Human Gene Therapy Methods. 26 (2), 45-53 (2015).
  14. Falese, L., et al. Strategy to detect pre-existing immunity to AAV gene therapy. Gene Therapy. 24 (12), 768-778 (2017).
  15. Wang, D., et al. Adeno-Associated virus neutralizing antibodies in large animals and their impact on brain intraparenchymal gene transfer. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 11, 65-72 (2018).
  16. Wang, M., et al. Prediction of adeno-associated virus neutralizing antibody activity for clinical application. Gene Therapy. 22 (12), 984-992 (2015).
  17. Kruzik, A., et al. Detection of biologically relevant low-titer neutralizing antibodies against adeno-associated virus require sensitive in vitro assays. Human Gene Therapy Methods. 30 (2), 35-43 (2019).
  18. Lehtoranta, L., Villberg, A., Santanen, R., Ziegler, T. A novel, colorimetric neutralization assay for measuring antibodies to influenza viruses. Journal of Virological Methods. 159 (2), 271-276 (2009).
  19. Johnston, P. B., Grayston, J. T., Loosli, C. G. Adenovirus neutralizing antibody determination by colorimetric assay. Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine. 94 (2), 338-343 (1957).
  20. Xiaoli Zhu, T. G. . Nano-Inspired Biosensors for Protein Assay with Clinical Applications. , 237-264 (2019).
  21. Jungmann, A., Muller, O., Rapti, K. Cell-based measurement of neutralizing antibodies against adeno-associated virus (AAV). Methods in Molecular Biology. 1521, 109-126 (2017).
  22. Samineni, S., et al. Optimization, comparison, and application of colorimetric vs. chemiluminescence based indirect sandwich ELISA for measurement of human IL-23. Journal of Immunoassay and Immunochemistry. 27 (2), 183-193 (2006).
  23. Siddiqui, J., Remick, D. G. Improved sensitivity of colorimetric compared to chemiluminescence ELISAs for cytokine assays. Journal of Immunoassay and Immunochemistry. 24 (3), 273-283 (2003).
  24. Arnett, A. L., Garikipati, D., Wang, Z., Tapscott, S., Chamberlain, J. S. Immune responses to rAAV6: The Influence of canine parvovirus vaccination and neonatal administration of viral vector. Frontiers in Microbiology. 2, 220 (2011).
  25. Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. National Health and Medical Research Council Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013)
  26. Coecke, S., et al. Guidance on good cell culture practice. A report of the second ECVAM task force on good cell culture practice. Alternatives to Laboratory Animals. 33 (3), 261-287 (2005).
  27. Journal of Visualized Experiments. General Laboratory Techniques. Journal of Visualized Experiments Database. , (2018).
  28. AAV-HT1080 Cells. Stratagene Available from: https://www.chem-agilent.com/pdf/strata/240109.pdf (2003)
  29. Strober, W. Trypan blue exclusion test of cell viability. Current Protocols in Immunology. 111 (3), 1-3 (2015).
  30. Bieber, S., et al. Extracorporeal delivery of rAAV with metabolic exchange and oxygenation. Scientific Reports. 3, 1538 (2013).
  31. Winbanks, C. E., Beyer, C., Qian, H., Gregorevic, P. Transduction of skeletal muscles with common reporter genes can promote muscle fiber degeneration and inflammation. PLoS One. 7 (12), 51627 (2012).
  32. Thomas, C. J., et al. Evidence that the MEK/ERK but not the PI3K/Akt pathway is required for protection from myocardial ischemia-reperfusion injury by 3′,4′-dihydroxyflavonol. European Journal of Pharmacology. 758, 53-59 (2015).
  33. Barger, A., et al. Use of alkaline phosphatase staining to differentiate canine osteosarcoma from other vimentin-positive tumors. Veterinary Pathology. 42 (2), 161-165 (2005).
  34. Gregorevic, P., et al. Evaluation of vascular delivery methodologies to enhance rAAV6-mediated gene transfer to canine striated musculature. Molecular Therapy. 17 (8), 1427-1433 (2009).
  35. Sharma, A., Ghosh, A., Hansen, E. T., Newman, J. M., Mohan, R. R. Transduction efficiency of AAV 2/6, 2/8 and 2/9 vectors for delivering genes in human corneal fibroblasts. Brain Research Bulletin. 81 (2-3), 273-278 (2010).
  36. Smejkal, G. B., Kaul, C. A. Stability of nitroblue tetrazolium-based alkaline phosphatase substrates. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 49 (9), 1189-1190 (2001).
  37. Falese, L., et al. Strategy to detect pre-existing immunity to AAV gene therapy. Gene Therapy. 24 (12), 768-778 (2017).
  38. Orlowski, A., et al. Successful transduction with AAV Vectors after selective depletion of anti-aav antibodies by immunoadsorption. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 16, 192-203 (2020).
  39. Goossens, K., et al. Differential microRNA expression analysis in blastocysts by whole mount in situ hybridization and reverse transcription quantitative polymerase chain reaction on laser capture microdissection samples. Analytical Biochemistry. 423 (1), 93-101 (2012).
  40. Entrican, G., Wattegedera, S. R., Griffiths, D. J. Exploiting ovine immunology to improve the relevance of biomedical models. Molecular Immunology. 66 (1), 68-77 (2015).
  41. Walters, E. M., Prather, R. S. Advancing swine models for human health and diseases. Molecular Medicine. 110 (3), 212-215 (2013).
  42. Rapti, K., et al. Neutralizing antibodies against AAV serotypes 1, 2, 6, and 9 in sera of commonly used animal models. Molecular Therapy. 20 (1), 73-83 (2012).
  43. Tellez, J., et al. Characterization of naturally-occurring humoral immunity to AAV in sheep. PLoS One. 8 (9), 75142 (2013).
  44. Gupta, S., et al. Recommendations for the validation of cell-based assays used for the detection of neutralizing antibody immune responses elicited against biological therapeutics. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 55 (5), 878-888 (2011).
  45. Gupta, S., et al. Recommendations for the design, optimization, and qualification of cell-based assays used for the detection of neutralizing antibody responses elicited to biological therapeutics. Journal of Immunological Methods. 321 (1-2), 1-18 (2007).
  46. Shankar, G., et al. Recommendations for the validation of immunoassays used for detection of host antibodies against biotechnology products. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 48 (5), 1267-1281 (2008).
  47. U.S. Department of Health and Human Services Food and Drug Administration. Center for Drug Evaluation and Research (CDER). Immunogenicity Testing of Therapeutic Protein Products — Developing and Validating Assays for Anti-Drug Antibody Detection. U.S. Department of Health and Human Services Food and Drug Administration. , (2019).
  48. Baatartsogt, N., et al. A sensitive and reproducible cell-based assay via secNanoLuc to detect neutralizing antibody against adeno-associated virus vector capsid. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 22, 162-171 (2021).
  49. Watano, R., Ohmori, T., Hishikawa, S., Sakata, A., Mizukami, H. Utility of micro mini pigs for evaluating liver-mediated gene expression in the presence of neutralizing antibody against vector capsid. Gene Therapy. 27 (9), 427-434 (2020).
  50. Majowicz, A., et al. Therapeutic hFIX activity achieved after single AAV5-hFIX treatment in Hemophilia B patients and NHPs with pre-existing anti-AAV5 NABs. Molecular Therapy – Methods & Clinical Development. 14, 27-36 (2019).

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Bass-Stringer, S., Thomas, C. J., May, C. N., Gregorevic, P., Weeks, K. L., McMullen, J. R. A Step-By-Step Method to Detect Neutralizing Antibodies Against AAV using a Colorimetric Cell-Based Assay. J. Vis. Exp. (178), e63419, doi:10.3791/63419 (2021).

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