Summary

Una piattaforma di test anti-biofilm Adatto per l'esplorazione del Biblioteche composto naturale

Published: December 27, 2016
doi:

Summary

Biofilm infections show high tolerance towards chemotherapy. No single assay captures the complexity of biofilms. Instead, complementary assays are needed. We present a screening platform (developed for S. aureus) that combines assays for viability, biomass, and biofilm matrix. It allows anti-biofilm drug discovery, including the assessment of long-term chemotherapeutic effects.

Abstract

I biofilm sono considerati come uno dei temi più impegnativi della moderna biomedicina, e sono potenzialmente responsabili di oltre l'80% delle infezioni antibiotico-tolerant. I biofilm hanno mostrato un livello eccezionalmente alto di tolleranza per la chemioterapia, che è pensato per essere multifattoriale. Per esempio, la matrice fornisce una barriera fisica che diminuisce la penetrazione di antibiotici nel biofilm. Inoltre, le cellule all'interno dei biofilm sono fenotipicamente diverse. Probabilmente, biofilm resilienza deriva da una combinazione di questi e altri, ancora sconosciute, meccanismi. Tutti gli antibiotici attualmente esistenti sono stati sviluppati contro singole cellule-batteri (planctonici). Pertanto, finora, un repertorio molto limitato di molecole esiste che può selettivamente agire su biofilm maturi. Questa situazione ha portato un cambiamento di paradigma progressiva scoperta di nuovi farmaci, in cui la ricerca di anti-biofilm è stata invitata ad occupare un posto più prominente. Una sfida ulteriore è che ci sono unnumero di metodi standardizzati per la ricerca biofilm, in particolare quelli che possono essere utilizzati per lo screening su larga rendimento di librerie chimiche molto limitato. Qui, una piattaforma anti-biofilm sperimentale per lo screening chimico è presentato. Colorazione Esso utilizza tre metodi per misurare la vitalità del biofilm (con resazurina colorazione), biomassa totale (con colorazione cristallo viola), e la matrice del biofilm (utilizzando un agglutinine di germe di grano, WGA-fluorescenza a base di poli-N acetil-glucosamina, PNAG , frazione). Tutti i saggi sono stati sviluppati usando Staphylococcus aureus come i batteri modello. Esempi di come la piattaforma può essere utilizzata per lo screening primario e per la caratterizzazione funzionale identificati risultati anti-biofilm sono presentati. Questa sequenza sperimentale inoltre consentito la classificazione dei risultati basati sui punti finali misurati. Esso fornisce anche informazioni sulle loro modalità di azione, in particolare sul lungo termine rispetto agli effetti chemioterapici a breve termine. Pertanto, è molto advantageous per la rapida identificazione di composti di successo di alta qualità che possono servire come punto di partenza per varie applicazioni biomediche.

Introduction

I batteri possono passare tra due diversi stili di vita, planctonici e sessili, di cui un biofilm è l'esempio più comune. In biofilm, batteri formano comunità strutturate annegate in una matrice di auto-prodotto 1. Questa matrice autoprodotto è una barriera tra i batteri e l'ambiente esterno, e protegge le cellule microbiche, mantenendoli in prossimità. La composizione della matrice biofilm varia tra e persino all'interno delle specie, ma consiste principalmente di una fitta rete di lipopolisaccaridi, DNA extracellulare e proteine. La matrice serve come barriera fisica inibendo l'ingresso di agenti nocivi, ma protegge anche il biofilm dalla disidratazione e impedisce la fuoriuscita nutrienti cella 2.

I biofilm sono considerati come uno dei temi più impegnativi della moderna biomedicina, e sono presumibilmente responsabili di oltre l'80% delle infezioni antibiotico-tolerant 3. essi DISPgettare un intrinsecamente un'elevata tolleranza contro le minacce esterne: umidità, pressione osmotica, stress meccanico 4, calore, radiazioni UV 5, disinfettanti, agenti antimicrobici, e l'host del sistema immunitario 1. Ad esempio, la concentrazione dell'agente antimicrobico richiesto richiesto per uccidere un biofilm ha dimostrato di essere fino a 1000 volte superiore rispetto a quella richiesta per uccidere i batteri planctonici. La spiegazione di questa tolleranza superiore sembra essere multifattoriale. La matrice fornisce una barriera fisica che diminuisce la penetrazione di antibiotici nel biofilm. Inoltre, le cellule all'interno dei biofilm sono fenotipicamente diversi; la fase di transizione tra stati metabolici causa di un gradiente esistente di ossigeno, nutrienti e metaboliti tra le parti interne ed esterne del biofilm 6. Pertanto, in alcune regioni biofilm, come il nucleo, i batteri sono privati ​​di ossigeno e nutrienti e vivono in un metabolicamente meno attivo o uno stato completamente dormiente <sup> 7. Le cellule dormienti completamente sono indicati come cellule persister, e non sono suscettibili di convenzionali trattamenti antimicrobici 8. Pertanto, è probabile che biofilm resilienza deriva da una combinazione dei meccanismi attualmente proposti e altri, ancora sconosciute. Staphylococcus spp. sono ancora tra i batteri gram-positivi più problematici, causando gravi, spesso biofilm-correlati, infezioni 4. Si suggerisce che fino al 99% di tutti i batteri sono associati all'interno di biofilm, il che rende lo stile di vita batterica predominante 3. Tuttavia, tutti gli antibiotici attualmente esistenti sono stati sviluppati contro batteri (planctonici) unicellulari. Finora, un repertorio molto limitato di molecole esiste che può selettivamente agire su biofilm maturi. Questa situazione ha portato un cambiamento di paradigma progressiva scoperta di nuovi farmaci, in cui la ricerca di anti-biofilm è stata invitata ad occupare un posto più prominente.

Da un methodologprospettiva iCal, esistono ulteriori sfide, come solo un numero limitato di metodi di biofilm sono stati sviluppati da organismi di normazione, in particolare quelle applicabili al high-throughput screening di librerie chimiche. Tutti i test standardizzati (con una sola eccezione) sono basate su reattori a biofilm, e questi metodi richiedono grandi volumi di lavoro e di grandi quantità di composti da testare, che di solito sono disponibili durante la fase iniziale di sperimentazione 9-12. Il test di screening-applicabile standardizzato solo esistente è il cosiddetto dispositivo Calgary Biofilm, da cui il sistema commercialmente disponibile minimo biofilm eliminando concentrazione (MBEC) è stato sviluppato 13-15. Tuttavia, la limitazione di questo saggio è che il biofilm sono coltivate su pioli, e non tutte le specie batteriche o anche ceppi della stessa specie sono in grado di formare biofilm su questo dispositivo. Inoltre, metodi che possono essere particolarmente applicati all'esplorazione di composti naturali sononecessario. Prodotti naturali sono stati la fonte principale per l'innovazione nella scoperta di farmaci antimicrobici nel corso dell'ultimo secolo 16. Essi possono fornire composti anti-biofilm nuovi meccanismi d'azione unici che possono anche essere efficaci contro le cellule persister. Così, l'esplorazione di librerie naturali e naturalmente ispirati ha alte probabilità di produrre cavi anti-biofilm promettenti e uniche.

Qui, presentiamo i dettagli sperimentali di una piattaforma di test che è stato sviluppato per la proiezione chimica dei composti anti-biofilm utilizzando tre metodi per misurare gli effetti sulla vitalità, biomassa totale, e la matrice di biofilm Staphylococcus aureus. Il primo test misura biofilm vitalità, e si basa su resazurina colorazione. Resazurina è una macchia redox che è blu e non fluorescente nel suo stato ossidato e si trasforma in rosa resorufina, altamente fluorescenti quando ridotto l'attività metabolica dei batteri. E 'molto semplice e veloce metodo adatto per proiezioni primari 17-20. Il secondo test, basato su cristalli colorazione violetta, misura massa totale biofilm. Cristallo viola è una macchia ampiamente utilizzato per lo studio di batteri e batteri nel biofilm 19,21-23. Il test è basato su reagenti poco costosi e ha una lettura semplice assorbanza finale. Infine, il terzo test rivolge la sostanza polimerica extracellulare (EPS) -matrix del biofilm tramite germe di grano agglutinina (WGA), che si lega specificamente alla poli- N residui acetil-glucosammina (PNAG) presenti nella matrice del biofilm stafilococciche 24. Il WGA è coniugato con un fluoroforo che può essere rilevato con i lettori intensità di fluorescenza 25. Vi presentiamo qui le motivazioni e dettagli della piattaforma abbiamo sviluppato, con esempi di applicazioni.

Protocol

1. Crescere i batteri Pre-cultura i batteri durante la notte in un brodo di soia trittico (TSB) a 37 ° C con 220 giri al minuto scuotendo (16-18 ore). Diluire il pre-coltura 100-1.000 volte (a seconda del tasso di crescita dei batteri, qui, 1000 volte viene utilizzato per S. aureus) in fresco TSB e lasciate crescere a 37 ° C e 200 rpm per raggiungere crescita esponenziale (ottica densità a 595 nm (OD 595) tra 0,2 e 0,6). NOTA: Questo passaggio richiede l'ottimizzazi…

Representative Results

Nella piattaforma proposta, gli effetti sulla vitalità, la biomassa, e la matrice del biofilm sono quantificati. Nella sequenza di lavoro (figura 1), una piastra campione viene trattata con resazurin e successivamente con cristalvioletto per valutare contemporaneamente gli effetti sulla vitalità batterica biofilm e sulla biomassa totale biofilm. Entrambi i saggi possono essere eseguite consecutivamente nella stessa piastra perché è stato dimostrato in precedenza che …

Discussion

Non esiste un unico metodo che può misurare simultaneamente l'effetto di un composto sulla viabilità, biomassa e matrice di biofilm. Pertanto, vi è la necessità per combinare saggi per rilevare un effetto sui tre endpoint, preferibilmente in una fase screening primario.

Resazurina è molto semplice protocollo di colorazione costituito solo l'aggiunta della sonda redox. Tuttavia, stabilire il tempo di incubazione ottimale dei biofilm con il resazurina è cruciale per il successo d…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano il professor Paul Cos e LMPH, Università di Anversa, in Belgio per il suo supporto durante il processo di ripresa nel suo laboratorio. Questo lavoro è stato finanziato dalla Academy of Finland progetti (progetti 272.266 e 282.981) e Svenska Tekniska Vetenskapsakademien i Finlandia. I contributi tecnici del Master Janni Kujala sono riconosciuti.

Materials

Resazurin Sigma Aldrich R7017
Crystal violet Sigma Aldrich HT90132 
Wheat Germ Agglutinin, Alexa Fluor 488 Conjugate Thermo Fisher Scientific W11261
LIVE/DEAD BacLight  Molecular Probes L7012 SYTO 9 for staining viable cells green and propidium iodide for staining dead cells red
Phosphate Buffered Saline
Tryptone soy agar Lab M, Neogen LAB011
Tryptine soy broth Lab M, Neogen LAB004
F96 Well Plate Polystyrene Sterile Clear Flat bottom Thermo Fisher Scientific 161093
BRAND caps, strips of 8 Sigma Aldrich BR781413-300EA
Branson CPX series ultrasonic bath Sigma Aldrich Z769428-1EA
Multipipette Thermo Fisher Scientific
Multidrop dispenser Thermo Fisher Scientific
Biomek 3000 Beckman Coulter
Varioskan Flash Multiplate reader Thermo Fisher Scientific
Staphylococcus aureus ATCC  25923

References

  1. Costerton, J. W., Stewart, P. S., Greenberg, E. P. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science. 284, 1318-1322 (1999).
  2. Dufour, D., Leung, V., Lévesque, C. M. Bacterial biofilm: structure, fuction, and antimicrobial resistance. Endodontic Topics. 22, 2-16 (2012).
  3. Donne, J., Dewilde, S. The Challenging World of Biofilm Physiology. Adv. Microb. Physiol. 67, 235-292 (2015).
  4. Otto, M. Staphylococcal infections: mechanisms of biofilm maturation and detachment as critical determinants of pathogenicity. Annu. Rev. Med. 64, 175-188 (2013).
  5. Cos, P., Tote, K., Horemans, T., Maes, L. Biofilms: an extra hurdle for effective antimicrobial. Curr. Pharm. Des. 16, 2279-2295 (2010).
  6. Bjarnsholt, T., et al. The in vivo biofilm. Trends Microbiol. 21, 466-474 (2013).
  7. Lewis, K. Persister cells. Annu. Rev. Microbiol. 64, 357-372 (2010).
  8. Mulcahy, L. R., Burns, J. L., Lory, S., Lewis, K. Emergence of Pseudomonas aeruginosa strains producing high levels of persister cells in patients with cystic fibrosis. J. Bacteriol. 192, 6191-6199 (2010).
  9. Buckingham-Meyer, K., Goeres, D. M., Hamilton, M. A. Comparative evaluation of biofilm disinfectant efficacy tests. J. Microbiol. Methods. 70, 236-244 (2007).
  10. Goeres, D. M., et al. A method for growing a biofilm under low shear at the air-liquid interface using the drip flow biofilm reactor. Nat. Protoc. 4, 783-788 (2009).
  11. Goeres, D. M., et al. Statistical assessment of a laboratory method for growing biofilms. Microbiology. 151, 757-762 (2005).
  12. Parker, A. E., et al. Ruggedness and reproducibility of the MBEC biofilm disinfectant efficacy test. J. Microbiol. Methods. 102, 55-64 (2014).
  13. Ceri, H., et al. The Calgary Biofilm Device: new technology for rapid determination of antibiotic susceptibilities of bacterial biofilms. J. Clin. Microbiol. 37, 1771-1776 (1999).
  14. Harrison, J. J., et al. Microtiter susceptibility testing of microbes growing on peg lids: a miniaturized biofilm model for high-throughput screening. Nat. Protoc. 5, 1236-1254 (2010).
  15. Konrat, K., et al. The Bead Assay for Biofilms: A Quick, Easy and Robust Method for Testing Disinfectants. PLoS One. 11, e0157663 (2016).
  16. Cragg, G. M., Newman, D. J. Natural products: A continuing source of novel drug leads. Biochim Biophys Acta. 1830, 3670-3695 (2013).
  17. Sandberg, M. E., et al. Pros and cons of using resazurin staining for quantification of viable Staphylococcus aureus biofilms in a screening assay. J. Microbiol. Methods. 78, 104-106 (2009).
  18. Mariscal, A., Lopez-Gigosos, R., Carnero-Varo, M., Fernandez-Crehuet, J. Fluorescent assay based on resazurin for detection of activity of disinfectants against bacterial biofilm. Appl. Microbiol. Biotechnol. 82, 773-783 (2009).
  19. Peeters, E., Nelis, H., Coenye, T. Comparison of multiple methods for quantification of microbial biofilms grown in microtiter plates. J. Microbiol. Methods. 72, 157-165 (2008).
  20. Pettit, R., Weber, C., Pettit, G. Application of a high throughput Alamar blue biofilm susceptibility assay to Staphylococcus aureus biofilms. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 8 (28), (2009).
  21. Stepanovic, S., Vukovic, D., Dakic, I., Savic, B., Svabic-Vlahovic, M. A modified microtiter-plate test for quantification of staphylococcal biofilm formation. J. Microbiol. Methods. 40, 175-179 (2000).
  22. Stiefel, P., et al. Is biofilm removal properly assessed? Comparison of different quantification methods in a 96-well plate system. Appl. Microbiol. Biotechnol. , (2016).
  23. Sandberg, M., Määttänen, A., Peltonen, J., Vuorela, P. M., Fallarero, A. Automating a 96-well microtitre plate model for Staphylococcus aureus biofilms: an approach to screening of natural antimicrobial compounds. Int. J. Antimicrob. Agents. 32, 233-240 (2008).
  24. Thomas, V. L., Sanford, B. A., Moreno, R., Ramsay, M. A. Enzyme-linked lectinsorbent assay measures N-acetyl-D-glucosamine in matrix of biofilm produced by Staphylococcus epidermidis. Curr. Microbiol. 35, 249-254 (1997).
  25. Burton, E., Yakandawala, N., LoVetri, K., Madhyastha, M. A microplate spectrofluorometric assay for bacterial biofilms. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 34, 1-4 (2007).
  26. Skogman, M. E., Vuorela, P. M., Fallarero, A. Combining biofilm matrix measurements with biomass and viability assays in susceptibility assessments of antimicrobials against Staphylococcus aureus biofilms. J. Antibiot. Tokyo. 65, 453-459 (2012).
  27. Skogman, M. E., et al. Evaluation of antibacterial and anti-biofilm activities of cinchona alkaloid derivatives against Staphylococcus aureus). Nat. Prod. Commun. 7, 1173-1176 (2012).
  28. Fallarero, A., et al. (+)- Dehydroabietic Acid, an Abietane-Type Diterpene, Inhibits Staphylococcus aureus Biofilms in Vitro. Int J Mol Sci. 14, 12054-12072 (2013).
  29. Manner, S., et al. New derivatives of dehydroabietic acid target planktonic and biofilm bacteria in Staphylococcusaureus and effectively disrupt bacterial membrane integrity. Eur. J. Med. Chem. 102, 68-79 (2015).
  30. Muller, G., Kramer, A. Biocompatibility index of antiseptic agents by parallel assessment of antimicrobial activity and cellular cytotoxicity. J. Antimicrob. Chemother. 61, 1281-1287 (2008).
  31. Toté, K., et al. Inhibitory efficacy of various antibiotics on matrix and viable mass of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa biofilms. Int. J. Antimicrob. Agents. 33, 525-531 (2009).
  32. Djordjevic, D., Wiedmann, M., McLandsborough, L. A. Microtiter plate assay for assessment of Listeria monocytogenes biofilm formation. Appl. Environ. Microbiol. 68, 2950-2958 (2002).
  33. Li, X., Yan, Z., Xu, J. Quantitative variation of biofilms among strains in natural populations of Candida albicans. Microbiolog. 149, 353-362 (2003).
  34. Barbosa, I., et al. Improved and simple micro assay for sulfated glycosaminoglycans quantification in biological extracts and its use in skin and muscle tissue studies. Glycobiology. 13, 647-653 (2003).
  35. Toté, K., Vanden Berghe, D., Maes, L., Cos, P. A new colorimetric microtitre model for the detection of Staphylococcus aureus biofilms. Lett. Appl. Microbiol. 46, 249-254 (2008).
  36. Arciola, C. R., Campoccia, D., Ravaioli, S., Montanaro, L. Polysaccharide intercellular adhesin in biofilm: structural and regulatory aspects. Front Cell Infect Microbiol. 5 (7), (2015).
  37. Ausbacher, D., et al. Staphylococcus aureus biofilm susceptibility to small and potent beta(2,2)-amino acid derivatives. Biofouling. 30, 81-93 (2014).

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Cite This Article
Skogman, M. E., Vuorela, P. M., Fallarero, A. A Platform of Anti-biofilm Assays Suited to the Exploration of Natural Compound Libraries. J. Vis. Exp. (118), e54829, doi:10.3791/54829 (2016).

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