Summary

Ретроградная инфузия рядовидной железы через проток Стенсена у нечеловеческого примата для векторной доставки генов

Published: August 12, 2021
doi:

Summary

Слюнные железы были предложены в качестве тканевого целевого участка для генной терапии, особенно в области вакцинации путем переноса генов. Мы демонстрируем доставку генов в модели нечеловеческих приматов, использующей ретроградную инфузию прилежащей артерии.

Abstract

Слюнные железы являются привлекательной тканевой мишенью для генной терапии с многообещающими результатами, уже приводящими к испытаниям на людях. Они по своей природе способны секретить белки в кровоток и легко доступны, что делает их потенциально превосходными тканевыми участками для производства замещающих гормонов или вакцинации путем переноса генов. Предлагаемые методы доставки генов включают чрескожную инъекцию и ретроградную инфузию через слюнные протоки. Мы демонстрируем, как выполнять ретроградную инфузию слюнных желез (RSGI) у нечеловеческих приматов. Мы описываем важные анатомические ориентиры, включая идентификацию сосочка рядового, атравматический метод каннюляции и герметизации протока Стенсена с использованием основных стоматологических инструментов, полиэтиленовых трубок и цианоакрилата, а также соответствующую скорость инфузии. Хотя это наименее травматичный метод доставки, метод по-прежнему ограничен объемом, который может быть доставлен (<0,5 мл) и возможностью травмирования протока и железы. Мы демонстрируем с помощью рентгеноскопии, что инфузия может быть полностью доставлена в железу, и дополнительно демонстрируем иммуногистохимией трансдукцию типичного вектора и экспрессию доставленного гена.

Introduction

В то время как слюнные железы хорошо известны своей экзокринной выработкой слюны, исследователи давно признали их способность секретировать белки непосредственно в кровоток1,что делает их потенциальной мишенью для генной терапии для системного введения, такого как заместительные гормоны или выработка антител. Фактически, слюнные железы предлагают несколько преимуществ по сравнению с другими тканевыми мишенями, такими как врожденная способность производить белки для секреции (недостаток свойств мышц), тяжелая инкапсуляция, которая может ограничить диффузию векторов, и хорошо дифференцированная ткань, обеспечивающая стабильность для неинтегрируемых векторов. Кроме того, в случае серьезного неблагоприятного события слюнные железы не являются критическими для жизни и могут быть удалены хирургическим путем. Хотя и не сразу интуитивно понятные, почтительные железы также легко доступны изо рта через их главный выделительный проток, проток Стенсена2.

Учитывая преимущества слюнной ткани для генной терапии, растет интерес к изучению этой тканевой мишени. Многочисленные исследования уже были проведены на моделях грызунов, соб и нечеловеческих приматов, и, по крайнеймере,одно клиническое испытание на людях проводится3,4,5. Для дальнейшего изучения и развития полезности этой тканевой мишени для целей генной терапии необходимо будет провести больше исследований приматов, не являющихся людьми. В этой статье описывается метод доступа к правоушным железам через проток Стенсена для доставки векторного гена трансдукции в модели нечеловеческих приматов. Чтобы наглядно продемонстрировать доставку инфузии и анатомию протока при его поступлении в железу, была проведена рентгеноскопия с использованием радиоконтраста. Для демонстрации успешной трансдукции вектора был использован векторный ген egfp серотипа Аденовируса 5 (Ad5). Ad5 является хорошо описанным вектором, способным пропускать слюноотделение. Хотя он слишком иммуногенен для конечного клинического использования, вектор Ad5 был выбран для этого демонстрационного исследования, чтобы обеспечить эффективную трансдукцию. Оценка производства улучшенного зеленого флуоресцентного белка (EGFP) является хорошо описанным методом демонстрации успешной транскрипции и трансляции векторного гена после трансдукции и была сделана здесь.

Protocol

Все процедуры были выполнены в Медицинской школе Уэйк Форест Кларксон Кампус для исследований на животных. Были проведены консультации с Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) по этическим соображениям, и подробная информация о процедурах была пред?…

Representative Results

Успешная процедура, трансдукция и транскрипцияНа рисунке 1 показан примыкающий к2-му моляру на задней верхней щеке. На изображении также показано правильное размещение скобы для рта, один резиновый конец на твердом небе, а другой резиновый конец на ипси…

Discussion

Здесь мы описываем протокол ретроградной инфузии в приушную железу через проток Стенсена. Описанная методология предлагает руководство, которое потенциально может быть использовано исследователями, изучающими полезность слюнной ткани в качестве места для генной терапии и других пр?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотят поблагодарить г-на Кэгни Джентри за его аудиовизуальную поддержку в съемках процедуры. Мы также хотим поблагодарить медицинский центр Hefner VA за академическую поддержку в реализации этого проекта.

Materials

500 µL U100 syringes with 30-gauge needles Becton Dickinson 328466 fixed needle for less waste
Adhesive (e.g., Ethicon Dermabond) Various Cyanoacrylate adhesive to seal and keep the tubing in the duct during infusion.
Atropine injectable solution Patterson Veterinary 07 869-6061 Atropine inj. 0.54 mg/mL
BD Ultra-Fine Insulin Syringes 30G Walmart N/A Avilable in 0.5 mL and 1.0 mL sizes.
Cyanoacrylate (medical glue) Ethicon DNX12 Dermabond topical skin adhesive
Dental loops with light Amazon (DDP) B012M3IV80 Used to enhance visualization of Stensen's duct papilla
Infant Lacrimal Dilator Surgipro SPOI-137
Ketamine injectable solution Patterson Veterinary 07-803-6637 Ketaset inj. 100 mg/mL
Lacrimal Dilator Surgipro SPOI-132 Used to dialate the Stensen's duct.
Midazolam injectable solution Patterson Veterinary 07 890-6698 Midazolam inj. 5mg/mL
Pair of scissors Amazon (DDP) N/A Used to cut PET10 tube
Polyethylene Tubing (PE-10) Scientific Comodities, Inc BB31695-PE/1 Tubing connecting the 30G syringe and inserted into the duct.
Q-tips Walmart N/A Used to spread cyanoacrylate on the cheek
Size 10 Polyethylene Tube (PET 10) Scientific Commodities BB31695-PE/1 low density polyethylene tubing
Small Animal Mouth Opener Amazon (DDP) B01F3LVJXC Used to keep the animal's mouth open.
Tweezers Amazon (DDP) N/A Used to insert PET10 tube into Stenson's duct
Zinc Chloride Sigma-Aldrich 7646-86-7 Included in plasmid DNA infusates

References

  1. Isenman, L., Liebow, C., Rothman, S. The secretion of mammalian digestive enzymes by exocrine glands. The American Journal of Physiology. 276, 223-232 (1999).
  2. Perez, P., et al. Salivary epithelial cells: An unassuming target site for gene therapeutics. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 42, 773-777 (2010).
  3. Kochel, T. J., et al. A dengue virus serotype-1 DNA vaccine induces virus neutralizing antibodies and provides protection from viral challenge in Aotus monkeys. Vaccine. 18, 3166-3173 (2000).
  4. Ponzio, T. A., Sanders, J. W. The salivary gland as a target for enhancing immunization response. Tropical Diseases, Travel Medicine and Vaccines. 3, 4 (2017).
  5. Baum, B. J., et al. Early responses to adenoviral-mediated transfer of the aquaporin-1 cDNA for radiation-induced salivary hypofunction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109, 19403-19407 (2012).
  6. Voutetakis, A., et al. Sorting of Transgenic Secretory Proteins in Rhesus Macaque Parotid Glands After Adenovirus-Mediated Gene Transfer. Human Gene Therapy. 19, 1401-1405 (2008).
  7. Niedzinski, E. J., et al. Enhanced systemic transgene expression after nonviral salivary gland transfection using a novel endonuclease inhibitor/DNA formulation. Gene Therapy. 10, 2133-2138 (2003).
  8. Niedzinski, E. J., et al. Zinc Enhancement of Nonviral Salivary Gland Transfection. Molecular Therapy. 7, 396-400 (2003).
  9. Samuni, Y., Baum, B. J. Gene delivery in salivary glands: From the bench to the clinic. Biochimica et Biophysica Acta – Molecular Basis of Disease. , (2011).
  10. Voutetakis, A., et al. Adeno-Associated Virus Serotype 2-Mediated Gene Transfer to The Parotid Glands of Nonhuman Primates. Human Gene Therapy. 18, 142-150 (2007).

Play Video

Cite This Article
El Helou, G., Goodman, J. F., Blevins, M., Caudell, D. L., Ponzio, T. A., Sanders, J. W. Retrograde Parotid Gland Infusion through Stensen’s Duct in a Non-Human Primate for Vectored Gene Delivery. J. Vis. Exp. (174), e62645, doi:10.3791/62645 (2021).

View Video