Summary

Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue(마우스 대동맥 주위 지방 조직에서 기질 혈관 분획 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방 유도)

Published: July 21, 2023
doi:

Summary

여기서는 생쥐 대동맥 주위 지방 조직에서 기질 혈관 분획 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방 유도를 설명하여 혈관 주위 지방 조직 기능 및 혈관 세포와의 관계를 연구할 수 있습니다.

Abstract

혈관 주위 지방 조직(PVAT)은 혈관을 둘러싸고 흰색, 베이지색 및 갈색 지방 세포의 표현형을 나타내는 지방 조직 저장소입니다. 최근의 발견은 혈관 항상성을 조절하고 심혈관 질환의 발병에 참여하는 PVAT의 중심적인 역할을 조명했습니다. PVAT 특성 및 규제에 대한 포괄적인 이해는 미래 치료법 개발에 매우 중요합니다. 대동맥 주위 지방세포의 1차 배양은 PVAT 기능과 대동맥 주위 지방세포와 혈관 세포 간의 누화를 연구하는 데 유용합니다. 이 논문은 생쥐 대동맥 주위 지방 조직에서 기질 혈관 분획 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방생성 유도를 위한 경제적이고 실현 가능한 프로토콜을 제시하며, 이는 시험관 내 지방 형성 또는 지방 형성 모델링에 유용할 수 있습니다. 이 프로토콜은 어린 마우스에서 대동맥 주위 지방 세포를 배양하기 위한 조직 처리 및 세포 분화를 간략하게 설명합니다. 이 프로토콜은 PVAT 기능 조사를 위한 벤치 측의 기술적 초석을 제공할 것입니다.

Introduction

성숙한 지방세포와 기질혈관분획(SVF)의 혼합물로 구성된 혈관주위 구조인 혈관주위 지방조직(PVAT)은 분비체를 통해 인접한 혈관벽과 상호작용하는 것으로 여겨진다1. 혈관 항상성의 중요한 조절자인 PVAT 기능 장애는 심혈관 질환의 발병기전과 관련이 있습니다 2,3,4. 지방 세포 조직의 SVF는 내피 세포, 면역 세포, 중피 세포, 신경 세포, 지방 줄기 및 전구 세포(ASPC)를 포함한 여러 예상 세포 집단으로 구성됩니다5,6. 지방 조직의 SVF에 존재하는 ASPC가 성숙한 지방 세포를 발생시킬 수 있다는 것은 잘 알려져 있다5. SVF는 PVAT에서 성숙한 지방 세포의 중요한 공급원으로 추론됩니다. 여러 연구에 따르면 PVAT-SVF는 특정 유도 조건 6,7,8에서 성숙한 지방 세포로 분화할 수 있습니다.

현재 지방 조직에서 SVF를 분리하기 위한 두 가지 분리 시스템이 있는데, 하나는 효소 소화이고 다른 하나는 비효소분해입니다 9. 효소적 방법은 전형적으로 핵이 형성된 전구세포(nucleated progenitor cell)의 수율을 높인다(10). 현재까지 상처 치유, 비뇨생식기 및 심혈관 질환에서 혈관 재생 및 신생혈관 형성을 촉진하는 SVF의 이점은 특히 피부과 및 성형 외과에서 널리 입증되었습니다11 12,13. 그러나 PVAT 유래 SVF의 임상 적용 전망은 잘 탐구되지 않았으며, 이는 PVAT에서 SVF를 분리하기 위한 표준화된 방법이 없기 때문일 수 있습니다. 이 프로토콜의 목적은 흉부 대동맥을 둘러싼 마우스 PVAT에서 SVF 유래 지방세포의 분리, 배양 및 지방생성 유도를 위한 표준화된 접근 방식을 확립하여 PVAT 기능에 대한 추가 조사를 가능하게 하는 것입니다. 이 프로토콜은 어린 마우스에서 얻은 대동맥 주위 지방 세포를 배양하기 위한 조직 처리 및 세포 분화 기술을 최적화합니다.

Protocol

동물 프로토콜은 상하이 자오퉁 대학교 의과대학 부속 상하이 흉부 병원의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(승인 번호: KS23010)의 승인을 받았으며 관련 윤리 규정을 준수했습니다. 이 실험에는 4-8주 된 수컷 및 암컷 C57BL/6 마우스가 선호된다. 1. 수술 도구, 완충액 및 배양 배지의 준비 수술 도구(예: 수술용 가위 및 표준 집게)를 121°C에서 30분 동안 오토클레?…

Representative Results

위에서 설명한 이 프로토콜을 사용하여 쥐 흉부 대동맥을 둘러싼 PVAT를 조심스럽게 분리했습니다(그림 1A-D). 멸균 가위(그림 1E,F)를 사용하여 PVAT를 세척하고 작은 조각으로 다진 후(그림 1E,F), 조직 단편을 제1형 콜라겐분해효소(1mg/mL) 및 디스파제 II(4mg/mL)를 함유한 소화액에서 분해하고 셰이커에서 37°C에서 30-45분 동안 배양했습니다(<str…

Discussion

우리는 마우스 대동맥 주위 지방 조직에서 SVF 유래 지방세포의 분리 및 지방 유도를 위한 실용적이고 실현 가능한 접근 방식을 제안합니다. 이 프로토콜의 장점은 간단하고 경제적이라는 것입니다. 조직이 부족하면 SVF 밀도가 낮아지고 성장 상태가 좋지 않아 궁극적으로 지방 생성 효율에 영향을 미칠 수 있으므로 적절한 수의 마우스가 성공적인 분리에 매우 중요합니다. 또한 마우스 나이는 SVF?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 중국 국립자연과학재단(82130012 및 81830010)과 상하이 흉부 병원의 기초 연구를 위한 육성 프로젝트(보조금 번호: 2022YNJCQ03)의 지원을 받았습니다.

Materials

0.2 μm syringe filters PALL 4612
12-well plate  Labselect 11210
15 mL centrifuge tube Labserv 310109003
3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3) Sigma-Aldrich T-2877 1 nM
50 mL centrifuge tube Labselect CT-002-50A
anti-adiponectin Abcam ab22554 1:1,000 working concentration
anti-COX IV CST 4850 1:1,000 working concentration
anti-FABP4 CST 2120 1:1,000 working concentration
anti-PGC1α Abcam ab191838 1:1,000 working concentration
anti-PPARγ Invitrogen MA5-14889 1:1,000 working concentration
anti-UCP1 Abcam ab10983 1:1,000 working concentration
anti-α-Actinin CST 6487 1:1,000 working concentration
BSA Beyotime ST023-200g 1%
C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes Shanghai Model Organisms Center, Inc.
Cell Strainer 70 µm, nylon Falcon 352350
Collagen from calf skin Sigma-Aldrich C8919
Collagenase, Type 1 Worthington LS004196 1 mg/mL
Dexamethasone Sigma-Aldrich D1756 1 μM
Dispase II Sigma-Aldrich D4693-1G 4 mg/mL
Fetal bovine serum  Gibco 16000-044 10%
HEPES Sigma-Aldrich H4034-25G 20 mM
High glucose DMEM Hyclone SH30022.01
IBMX  Sigma-Aldrich I7018 0.5 mM
Incubator with orbital shaker Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd. LYZ-103B
Insulin (cattle)  Sigma-Aldrich 11070-73-8 1 μM
Isoflurane RWD R510-22-10
Krebs-Ringer's Solution Pricella  PB180347 protect from light 
Microsurgical forceps Beyotime FS233
Microsurgical scissor Beyotime FS217
Oil Red O  Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd A600395-0050
PBS (Phosphate-buffered saline) Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd B548117-0500
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140122
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch  115-035-146 1:5,000 working concentration
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch  111-035-144 1:5,000 working concentration
Rosiglitazone Sigma-Aldrich R2408 1 μM
Standard forceps Beyotime FS225
Surgical scissor Beyotime FS001

References

  1. Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
  2. Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
  3. Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
  4. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
  5. Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
  6. Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
  7. Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
  8. Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
  9. Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
  10. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
  11. Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
  12. Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
  13. Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
  14. Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
  15. Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
  16. Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
  17. Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
  18. Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
  19. Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
  20. Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
  21. Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
  22. Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
  23. Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
  24. Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
  25. Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
  26. Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
  27. Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
  28. Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
  29. Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
  30. Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).

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Liang, M., Huang, Y., Jiang, Y., Hu, Y., Cai, Z., He, B. Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (197), e65703, doi:10.3791/65703 (2023).

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