Modèles animaux ex vivo et in vivo pour les lésions mécaniques et chimiques de l’épithélium cornéen
Summary
Ici, des modèles animaux basés sur la souris et le lapin sont développés pour les lésions mécaniques et chimiques de l’épithélium cornéen afin de cribler de nouveaux traitements et le mécanisme sous-jacent.
Abstract
Les lésions cornéennes à la surface oculaire, y compris les brûlures chimiques et les traumatismes, peuvent causer de graves cicatrices, un symblepharon, un déficit en cellules souches limbiques cornéennes et entraîner un défaut épithélial cornéen important et persistant. Un défaut épithélial avec l’opacité cornéenne suivante et une néovascularisation périphérique entraînent une déficience visuelle irréversible et entravent la prise en charge future, en particulier la kératoplastie. Étant donné que le modèle animal peut être utilisé comme une plate-forme de développement de médicaments efficace, des modèles de lésion cornéenne à la souris et de brûlure alcaline à l’épithélium cornéen de lapin sont développés ici. Le lapin blanc de Nouvelle-Zélande est utilisé dans le modèle de brûlure alcaline. Différentes concentrations d’hydroxyde de sodium peuvent être appliquées sur la zone circulaire centrale de la cornée pendant 30 s sous anesthésie intramusculaire et topique. Après une abondante irrigation isotonique normale de la solution saline, l’épithélium cornéen lâche résiduel a été enlevé avec une bavure cornéenne profondément jusqu’à la couche de Bowman dans cette zone circulaire. La cicatrisation des plaies a été documentée par coloration à la fluorescéine sous lumière bleu cobalt. Des souris C57BL/6 ont été utilisées dans le modèle traumatique de l’épithélium cornéen murin. La cornée centrale murine a été marquée à l’aide d’un poinçon cutané de 2 mm de diamètre, puis débridée par un dissolvant d’anneau de rouille cornéenne avec une bavure de 0,5 mm sous stéréomicroscope. Ces modèles peuvent être utilisés prospectivement pour valider l’effet thérapeutique des gouttes ophtalmiques ou des agents mixtes tels que les cellules souches, qui facilitent potentiellement la régénération épithéliale cornéenne. En observant l’opacité cornéenne, la néovascularisation périphérique et la congestion conjonctivale avec un stéréomicroscope et un logiciel d’imagerie, les effets thérapeutiques de ces modèles animaux peuvent être surveillés.
Introduction
La cornée humaine se compose de cinq couches principales et joue un rôle central dans la réfraction oculaire pour maintenir l’acuité visuelle et l’intégrité structurelle afin de protéger les tissus intraoculaires1. La partie la plus externe de la cornée est l’épithélium cornéen, composé de cinq à six couches de cellules qui se différencient séquentiellement des cellules basales et se déplacent vers le haut pour se détacher de la surface oculaire1. Comparée à la cornée chez l’homme et le lapin néo-zélandais, la cornée de souris a une structure cornéenne similaire, mais une périphérie plus mince que la partie centrale en raison d’une épaisseur réduite de l’épithélium et du stroma2. En raison de sa position unique dans le système optique oculaire, de nombreuses agressions externes telles que les blessures mécaniques, l’inoculation bactérienne et les agents chimiques peuvent facilement mettre en danger l’intégrité épithéliale et entraîner un défaut de l’épithélium menaçant la vision, une kératite infectieuse, une fusion de la cornée et même une perforation cornéenne.
Bien que divers agents thérapeutiques, tels que les lubrifiants, les antibiotiques, les agents anti-inflammatoires, les produits auto-sérums et la membrane amniotique aient déjà été utilisés pour améliorer la réépithélialisation et réduire les cicatrices, d’autres modalités de traitement potentielles pouvant permettre la cicatrisation des plaies, réduire l’inflammation et supprimer la formation de cicatrices sont encore en cours de développement et de test sur différentes plateformes. Divers modèles animaux pour la cicatrisation des plaies épithéliales cornéennes ont été proposés, y compris l’ablation de l’épithélium cornéen avec un dissolvant de l’anneau de rouille cornéenne chez la sourisdiabétique 3, les rayures linéaires sur l’épithélium cornéen de souris par une aiguille stérile de 25 G pour l’inoculation bactérienne4, l’élimination assistée par tréphine de l’épithélium par un dissolvant de l’anneau de rouille cornéenne5, la cautérisation épithéliale sur la moitié de la cornée et des limbes6 , abrasion cornéenne du lapin facilitée par la tréphine par une lame de scalpel émoussée7, et lésion de la cornée bovine par congélation instantanée dans de l’azote liquide8.
Outre les lésions mécaniques de l’épithélium cornéen, les agents chimiques sont également des insultes courantes à la surface oculaire, en particulier les agents acides et alcalins. L’hydroxyde de sodium (NaOH, 0,1-1 N pendant 30-60 s) est l’un des produits chimiques couramment utilisés dans les modèles murins et lapins de brûlure chimique cornéenne 9,10,11,12,13. L’éthanol à 100% avait également été appliqué sur la cornée dans le modèle de brûlure chimique chez le rat, suivi d’un grattage mécanique supplémentaire à l’aide d’une lame chirurgicale14. Étant donné que le maintien d’une surface oculaire saine repose sur des unités fonctionnelles, notamment les paupières, les glandes de Meibomius, le système lacrymal, la conjonctive et la cornée, les modèles animaux in vivo présentent certains avantages par rapport aux cellules épithéliales cornéennes ou aux tissus cornéens en culture ex vivo. Dans cet article, le modèle murin de plaie d’abrasion cornéenne et le modèle de lapin de brûlure alcaline cornéenne sont démontrés.
Protocol
Representative Results
Discussion
Les modèles de lésions cornéennes chez la souris et le lapin fournissent une plate-forme ex vivo et in vivo utile pour surveiller la cicatrisation des plaies, tester de nouveaux traitements et étudier les mécanismes sous-jacents de la cicatrisation des plaies et des voies de traitement. Différents modèles animaux peuvent être utilisés pour une expérience à court ou à long terme, selon le but de la recherche. Par exemple, après avoir créé un défaut épithélial sur la cornée de souri…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
L’étude a été financée par le Conseil de l’énergie atomique de Taïwan (subvention n° A-IE-01-03-02-02), le ministère de la Science et de la Technologie (subvention n° NMRPG3E6202-3) et le projet de recherche médicale Chang Gung (subvention n° CMRPG3H1281).
Materials
| 6/0 Ethicon vicryl suture | Ethicon | 6/0VICRYL | tarsorrhaphy |
| Barraquer lid speculum | katena | K1-5355 | 15 mm |
| Barraquer needle holder | Katena | K6-3310 | without lock |
| Barron Vacuum Punch 8.0 mm | katena | K20-2108 | for cutting filter paper |
| C57BL/6 mice | National Laboratory Animal Center | RMRC11005 | mouse strain |
| Castroviejo forceps 0.12 mm | katena | K5-2500 | |
| Corneal rust ring remover with 0.5 mm burr | Algerbrush IITM; Alger Equipment Co., Inc. Lago Vista, TX | CHI-675 | for debridement of the corneal epithelium |
| Filter paper | Toyo Roshi Kaisha,Ltd. | 1.11 | |
| Fluorescein sodum ophthalmic strips U.S.P | OPTITECH | OPTFL100 | staining for corneal epithelial defect |
| Ketamine hydrochloride | Sigma-Aldrich | 61763-23-3 | intraperitoneal or intramuscular anesthetics |
| New Zealand White Rabbits | Livestock Research Institute, Council of Agriculture,Executive Yuan | Rabbit models | |
| Normal saline | TAIWAN BIOTECH CO., LTD. | 100-120-1101 | |
| Proparacaine | Alcon | ALC2UD09 | topical anesthetics |
| Skin biopsy punch 2mm | STIEFEL | 22650 | |
| Sodium chloride (NaOH) | Sigma-Aldrich | 1310-73-2 | a chemical agent for alkali burn |
| Stereomicroscope | Carl Zeiss Meditec, Dublin, CA | SV11 | microscope for surgery |
| Westcott Tenotomy Scissors Medium | katena | K4-3004 | |
| Xylazine hydrochloride 23.32 mg/10 mL | Elanco animal health Korea Co., LTD. | 047-956 | intraperitoneal or intramuscular anesthetics |
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