Summary

小鼠脚垫接种模型,研究病毒引起的神经炎反应

Published: June 14, 2020
doi:

Summary

脚垫接种模型是描述体内病毒引起的神经炎反应的宝贵工具。特别是,它提供了病毒动力学和相关免疫病理过程在周围神经系统启动的明确评估。

Abstract

该协议描述了一种脚垫接种模型,用于研究小鼠α疱疹病毒感染期间神经炎症反应的启动和发展。由于αherpes病毒是周围神经系统(PNS)的主要入侵者,该模型适用于病毒复制的动力学、从PNS到CNS的传播以及相关的神经炎症反应。脚垫接种模型允许病毒颗粒从脚垫表皮的主要感染部位传播到内层、汗腺和真皮的感官和同情神经纤维。感染通过坐骨神经传播到背根神经(DRG),并最终通过脊髓传播到大脑。在这里,鼠标脚垫接种了伪狂犬病病毒(PRV),一种与单纯疱疹病毒(HSV)和水痘-佐斯特病毒(VZV)密切相关的α疱疹病毒。该模型表明,PRV感染诱发严重炎症,其特点是中性粒细胞渗透和DRG。ELISA随后在同质组织中检测到高浓度的炎症细胞因子。此外,观察到DRG中的PRV基因和蛋白质表达(通过qPCR和IF染色)与亲炎细胞因子的产生之间有很强的相关性。因此,脚垫接种模型提供了更好地了解αherpes病毒引起的神经病变背后的过程,并可能导致创新治疗策略的发展。此外,该模型可以指导对周围神经病变的研究,如多发性硬化症和相关的病毒引起的对PNS的损害。最终,它可以作为药物开发具有成本效益的体内工具。

Introduction

这项研究描述了一个脚垫接种模型,以调查病毒从PNS到CNS的复制和传播以及相关的神经炎症反应。脚垫接种模型已被密集用于研究神经元,1、2、32中的αherpes病毒感染。13该模型的主要目标是允许神经热带病毒在到达CNS之前通过PNS到达最大距离。在这里,这个模型被用来获得新的见解,在感染伪狂犬病病毒(PRV)的小鼠中发展一种特定的神经病变(神经病变瘙痒)。

PRV是一种与几种众所周知的病原体(即单纯疱疹1型和2型[HSV1和HSV2]和水痘-佐斯特病毒[VZV])相关的α疱疹病毒,分别引起冷疮、生殖器病变和水痘4。这些病毒都是泛异性的,能够感染许多不同的细胞类型,而不表现出对特定组织类型的亲和力。然而,它们都表现出一种典型的神经营养,入侵宿主物种的PNS(偶尔还有CNS)。自然宿主是猪,但PRV可以感染大多数哺乳动物。在这些非自然宿主中,PRV感染PNS并诱发一种称为”疯痒”的严重瘙痒,然后是急性死亡55,6。6神经免疫反应在PRV感染的临床结果和发病机制中的作用一直知之甚少。

脚垫接种模型允许PRV在脚垫的表皮细胞中启动感染。然后,感染扩散到感觉和同情神经纤维,内生表皮,汗腺,和真皮。感染通过通过坐骨神经向DRG移动的病毒颗粒在大约60小时内传播。感染通过脊髓传播,当动物垂死(感染后82小时)时,最终到达后脑。在此期间,可以收集、处理和分析组织样本,以进行病毒复制和免疫反应标记。例如,组织学检查和病毒载量定量可以在不同的组织中进行,以确定PRV发病机制中临床、病毒学和神经炎过程的启动和发展之间的相关性。

利用脚垫接种模型,可以研究小鼠PRV诱导瘙痒的细胞和分子机制。此外,该模型可以提供新的见解,在疱疹病毒感染期间病毒引起的神经炎症的启动和发展。更好地了解αherpes病毒引起的神经病变背后的过程,可能导致创新治疗策略的发展。例如,该模型有助于研究疱疹后病变患者(如疱疹、带状疱疹)的神经病变机制,并测试小鼠中针对相应人类疾病的新治疗靶点。

Protocol

所有动物实验均按照一项议定书(编号2083-16和2083-19)进行,该议定书由普林斯顿大学动物护理和使用委员会(IACUC)审查和批准。这项工作是严格按照生物安全等级2(BSL-2)的要求进行的,我们拥有一个设备齐全的实验室,得到普林斯顿大学生物安全委员会的批准。包括小鼠脚垫磨损、病毒接种、小鼠解剖和组织收集在内的程序在普林斯顿大学生物防护动物设施室的生物安全柜(BSC)中执行。执…

Representative Results

小鼠脚垫接种模型允许对体内αherpes病毒感染的免疫发病机制进行表征,包括将感染从接种的脚垫复制和扩散到神经系统,以及诱导特定的神经炎症反应。 在这项研究中,我们首先对鼠标后脚垫进行了磨蚀,或者用PRV(PRV-Becker)的毒性菌株对磨损区域进行模拟接种或接种。在控制脚垫中可以看到磨损部位。作为愈合过程的一部分,在磨损部位形成地壳(图1,<…

Discussion

此处描述的脚垫接种模型有助于调查在αherpes病毒感染期间神经炎反应的启动和发展。此外,这个体内模型用于建立从PNS到CNS复制和传播的αherpes病毒的动力学。这是其他接种模型的替代,如侧翼皮肤接种模型,它依赖于深皮肤划痕13,或颅内路线,直接将病毒引入CNS 14,15,16。14,15,16因此,使用脚垫模型,可…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

作者承认查尔斯河实验室的出色技术支持,执行组织病理学分析。这项工作由国家神经疾病和中风研究所(RO1 NS033506和RO1 NS060699)资助。资助者在研究设计、数据收集和分析、决定出版或编写手稿方面没有作用。

Materials

Antibody anti-PRV gB Made by the lab 1/500 dilution
Aqua-hold2 pap pen red Fisher scientific 2886909
Compact emery boards-24 count (100/180 grit nail files) Revlon
Complete EDTA-free Protease Inhibitor Cocktail Sigma-Aldrich 11836170001
C57BL/6 mice (5-7 weeks) The Jackson Laboratories
DAPI solution (1mg/ml) Fisher scientific 62248 1/1000 dilution
Disposable sterile polystyrene petri dish 100 x 15 mm Sigma-Aldrich P5731500
Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) Hyclone, GE Healthcare life Sciences SH30022
Dulbecco's Phophate Buffer Saline (PBS) solution Hyclone, GE Healthcare life Sciences SH30028
Fetal bovine serum (FBS) Hyclone, GE Healthcare life Sciences SH30088
Fine curved scissors stainless steel FST 14095-11
Fluoromount-G mounting media Fisher scientific 0100-01
Formalin solution, neutral buffered 10% Sigma-Aldrich HT501128
Isothesia Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Microcentrifuge tube 2ml Denville Scientific 1000945
Microtube 1.5ml SARSTEDT 72692005
Negative goat serum Vector S-1000
Penicillin/Streptomycin Gibco 154022
Precision Glide needle 18G BD 305196
Razor blades steel back Personna 9412071
RNA lysis buffer (RLT) Qiagen 79216
Stainless Steel Beads, 5 mm Qiagen 69989
Superfrost/plus microscopic slides Fisher scientific 12-550-15
Tissue lyser LT Qiagen 69980
Tissue-Tek OCT Sakura 4583
488 (goat anti-mouse) Life Technologies A11029 1/2000 dilution

References

  1. Field, H. J., Hill, T. J. The pathogenesis of pseudorabies in mice following peripheral inoculation. Journal of General Virology. 23 (2), 145-157 (1974).
  2. Engel, J. P., Madigan, T. C., Peterson, G. M. The transneuronal spread phenotype of herpes simplex virus type 1 infection of the mouse hind footpad. Journal of Virology. 71 (3), 2425-2435 (1997).
  3. Guedon, J. M., et al. Neuronal changes induced by Varicella Zoster Virus in a rat model of postherpetic neuralgia. Virology. 482, 167-180 (2015).
  4. Pomeranz, L. E., Reynolds, A. E., Hengartner, C. J. Molecular biology of pseudorabies virus: impact on neurovirology and veterinary medicine. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 69 (3), 462-500 (2005).
  5. Wittmann, G., Rziha, H. J., Knipe, D. M., Howley, P. M. Aujeszky’s disease (pseudorabies) in pigs. Herpesvirus diseases of cattle, horses and pigs. 9, 230-325 (1989).
  6. Leman, A. D., Glock, R. D., Mengeling, W. L., Penny, R. H. C., Scholl, E., Straw, B. . Diseases of swine, 6th ed. , 209-223 (1986).
  7. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82 (2016).
  8. Sands, S. A., Leung-Toung, R., Wang, Y., Connelly, J., LeVine, S. M. Enhanced Histochemical Detection of Iron in Paraffin Sections of Mouse Central Nervous System Tissue: Application in the APP/PS1 Mouse Model of Alzheimer’s Disease. ASN Neuro. 8 (5), (2016).
  9. Cardiff, R. D., Miller, C. H., Munn, R. J. Manual hematoxylin and eosin staining of mouse tissue sections. Cold Spring Harbor Protocols. 2014 (6), 655-658 (2014).
  10. Koyuncu, O. O., MacGibeny, M. A., Hogue, I. B., Enquist, L. W. Compartmented neuronal cultures reveal two distinct mechanisms for alpha herpesvirus escape from genome silencing. PLoS pathogens. 13 (10), 1006608 (2017).
  11. Laval, K., Vernejoul, J. B., Van Cleemput, J., Koyuncu, O. O., Enquist, L. W. Virulent Pseudorabies Virus Infection Induces a Specific and Lethal Systemic Inflammatory Response in Mice. Journal of Virology. 92 (24), 01614-01618 (2018).
  12. Laval, K., Van Cleemput, J., Vernejoul, J. B., Enquist, L. W. Alphaherpesvirus infection of mice primes PNS neurons to an inflammatory state regulated by TLR2 and type I IFN signaling. PLoS Pathogens. 15 (11), 1008087 (2019).
  13. Brittle, E. E., Reynolds, A. E., Enquist, L. W. Two modes of pseudorabies virus neuroinvasion and lethality in mice. Journal of Virology. 78 (23), 12951-12963 (2004).
  14. Mancini, M., Vidal, S. M. Insights into the pathogenesis of herpes simplex encephalitis from mouse models. Mammalian Genome: Official Journal of the International Mammalian Genome Society. 29 (7-8), 425-445 (2018).
  15. Kopp, S. J., et al. Infection of neurons and encephalitis after intracranial inoculation of herpes simplex virus requires the entry receptor nectin-1. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (42), 17916-17920 (2009).
  16. Wang, J. P., et al. Role of specific innate immune responses in herpes simplex virus infection of the central nervous system. Journal of Virology. 86 (4), 2273-2281 (2012).
  17. Haberthur, K., Messaoudi, I. Animal models of varicella zoster virus infection. Pathogens. 2 (2), 364-382 (2013).
  18. Sarova-Pinhas, I., Achiron, A., Gilad, R., Lampl, Y. Peripheral neuropathy in multiple sclerosis: a clinical and electrophysiologic study. Acta Neurologica Scandinavia. 91 (4), 234-238 (1995).
  19. MacGibeny, M. A., Koyuncu, O. O., Wirblich, C., Schnell, M. J., Enquist, L. W. Retrograde axonal transport of rabies virus is unaffected by interferon treatment but blocked by emetine locally in axons. PLoS Pathogens. 14 (7), 1007188 (2018).
  20. Hunsperger, E. A., Roehrig, J. T. Temporal analyses of the neuropathogenesis of a West Nile virus infection in mice. Journal of Neurovirology. 12 (2), 129-139 (2006).
  21. Swartwout, B. K., et al. Zika Virus Persistently and Productively Infects Primary Adult Sensory Neurons In Vitro. Pathogens. 6 (4), 49 (2017).
  22. Racaniello, V. R. One hundred years of poliovirus pathogenesis. Virology. 344 (1), 9-16 (2006).

Play Video

Cite This Article
Laval, K., Maturana, C. J., Enquist, L. W. Mouse Footpad Inoculation Model to Study Viral-Induced Neuroinflammatory Responses. J. Vis. Exp. (160), e61121, doi:10.3791/61121 (2020).

View Video