Здесь мы представляем протокол гетеротопной аортальной трансплантации у мышей с использованием техники не-шовной манжеты в модели шейки матки. Эта модель может быть использована для изучения основной патологии хронической аллотрансплантата васкулопатии (CAV) и может помочь оценить новые терапевтические агенты, с тем чтобы предотвратить его образование.
С введением мощных иммуносупрессивных протоколов возможны различные достижения в профилактике и терапии острых эпизодов отторжения. Однако за последние десятилетия можно было наблюдать лишь незначительное улучшение долгосрочных результатов трансплантации твердых органов. В этом контексте, хроническая аллотрансплантат васкулопатия (CAV) по-прежнему представляет собой ведущую причину поздней органной недостаточности в сердечной, почечной и легочной трансплантации.
До сих пор, основной патогенез развития CAV остается неясным, объясняя, почему эффективные стратегии лечения в настоящее время отсутствует и подчеркивая необходимость соответствующих экспериментальных моделей для того, чтобы изучить основные патофизиологии, ведущие к Формирование CAV. Следующий протокол описывает модель гетеротопической аорты шейки матки с использованием модифицированной техники, не присущей манжете. В этом методе, сегмент грудной аорты находится в неправильном общей сонной артерии. С помощью техники не-сутур манжеты, легко учиться и воспроизводимой модели может быть установлен, сводя к минимуму возможную неоднородность зашесущих сосудистых микро анастомозов.
За последние шесть десятилетий, сплошная трансплантация органов превратилась из экспериментальной процедуры в стандарт ухода за лечением конечной стадии органной недостаточности1. В связи с улучшением противомикробных препаратов, хирургических методов и продвижения в иммуносупрессивных полков, ранний показатель успеха трансплантации твердых органов значительно возросли за последние десятилетия2.
Тем не менее, долгосрочные показатели выживаемости трансплантата не значительно улучшились таким же образом3. Развитие CAV является основным фактором, ограничивающим долгосрочное выживание4,5,6. Эта патология характеризуется образованием концентрического неоистимного слоя, состоящего из гладких мышечных клеток, что приводит к постепенному сужению сосуда и последовательному мальперфузии пересаженного твердого органа. У реципиентов пересадки сердца, CAV поражения могут быть диагностированы в до 75% пациентов 3 лет после трансплантации7.
Патофизиология CAV еще не до конца понятна. Это, кажется, связано с многочисленными иммунологическими и неиммунологическими факторами, приводящими к эндотелиальным повреждениям с последующей эндотелиальной активацией и дисфункцией8. До сих пор не существует варианта причинно-следственной связи для профилактики CAV, подчеркивая необходимость воспроизводимой модели малых животных для изучения формирования и потенциальной терапии CAV.
С использованием моделей трансплантации аорты, CAV, как поражения можно увидеть 4 недели после трансплантации. Эти поражения состоят в основном из сосудистых гладких мышечных клеток, тем самым, напоминающих патологию человека. Из-за широкого спектра трансгенных и нокаут мышей, использование моделей мыши в трансплантации связанных патологий предлагает уникальную возможность определить новые терапевтические варианты и понять их развитие. Из-за малого диаметра пересаженных сосудов, однако, использование моделей мыши обычно ассоциируется с длинными кривыми обучения и первоначальный высокий уровень осложнений9. С введением не-шов манжеты техники, эта самая сложная часть операции может быть облегчена и диаметр анастомоза сохраняется постоянно10,11.
Хроническая аллотрансплантат васкулопатия является основной причиной поздней потери трансплантата после трансплантации твердых органов сердца и, вероятно, почек и легких аллотрансплантатов8. До сих пор не может быть разработан апогеонный терапевтический режим для пред?…
The authors have nothing to disclose.
Ни один.
Balb-c Mice (H2-d) | Charles River | Strain# 028 | Donor animal |
Bipolar cautery system | ERBE | ICC 50 / 20195-023 | Bipolar cautery |
C57BL/6J (H-2b) | Charles River | Strain# 027 | Recipient animal |
Halsey Needle Holders | FST | 12501-12 | Needle Holder |
Halsted-Mosquito Forceps | AESCULAP | BH111R | Curved Clamp |
Medical Polyimide Tubing | Nordson MEDICAL | 141-0031 | Cuff-Material |
Micro Serrefines | FST | 18055-04 | Micro Vessel Clip |
Micro-Adson Forceps (serrated) | FST | 11018-12 | Standard Forceps |
Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps | FST | 18057-14 | Clipapplicator |
S&T Forceps – SuperGrip Tips (Angled 45°) | S&T | 00649-11 | Fine Forceps |
S&T Vessel Dilating Forceps – Angled 10° (Tip diameter 0.2 mm) | S&T | 00125-11 | Vesseldilatator |
Schott VisiLED Set | Schott | MC 1500 / S80-55 | Light |
Stereoscopic microscope | ZEISS | SteREO Discovery.V8 | Microscope |
Student Fine Scissors / Surgical Scissors – Sharp-Blunt | FST | 91460-11 / 14001-12 | Standard Sissors |
Vannas-Tübingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm) | FST | 15004-08 | Microsissors (curved) |
Vannas-Tübingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm) | FST | 15003-08 | Microsissors (straight) |