Summary

과분극<sup> (13)</sup> C 대사 자기 공명 분광학 및 이미징

Published: December 30, 2016
doi:

Summary

Dynamic nuclear polarization with subsequent sample dissolution has enabled real-time studies of metabolism in biological systems. Hyperpolarized [1-13C]pyruvate was used to study lactate dehydrogenase activity in a prostate carcinoma cell line in vitro.

Abstract

지난 수십 년 동안, 종양의 병기, restaging, 치료 반응 모니터링 및 암의 다양한 재발 검출을위한 새로운 방법 (18) F-fluorodeoxyglucose ([(18) F와 최첨단 양전자 방출 단층 촬영과 함께 등장 ] -FDG PET). 13 C 자기 공명 분광 영상 (13 CMRSI)은 생체 내에서 실시간으로 대사의 모니터링을 가능하게하는 최소 침습 촬상 방법이다. 13 C 핵 자기 공명 (NMR)에 기초하여 임의의 다른 방법으로 인한 13 C 및 낮은 자연 존재비의 비교적 낮은 회전 자기 비에 저열 분극 후속 낮은 신호대 잡음비의 도전에 직면 생물학적 시료. 이러한 한계를 극복하고, 이후 시료 용해 동적 핵 분극 (DNP)는 최근에 일반적으로 사용할 NMR 측정하는 자기 공명 영상 (MRI) 시스템을 사용한다양한 생물학적 시스템의 연구 및 이미지 주요 대사 경로. 13 CMRSI에서 사용되는 특히 흥미롭고 유망한 분자는 지난 10 년 동안 널리 최근 시험 관내, 비 임상 및 위해 사용되어왔다 [1-13 C] 프로피온산, 세포 에너지 대사를 조사하는 임상 연구이다 암과 다른 질병이다. 이 글에서, 우리는 3.35 T 전임상 DNP의 분극을 사용하여 용해 DNP의 기술 개요 및 시험관 연구에서의 사용을 보여줍니다. 과분극 대해 유사한 프로토콜뿐만 아니라 생체 내 연구의 대부분에 적용될 수있다. 이를 위해, 우리는 락 테이트 탈수소 효소 (LDH)를 사용하고 13 CMRSI를 사용하여 전립선 암 세포주 [1-13 C] 락트산 PC3, 시험관 내에서 [1-13 C] 피루브산 대사 반응을 촉매.

Introduction

현재, 암의 다양한 종양 스테이징 restaging, 치료 반응 모니터링, 반복 검출을위한 가장 널리 사용되는 방법은 임상 [18 F] -FDG PET이다. (1) 그러나, 최근 여러 소설과 다른 접근 방법이 등장했다. 그 방법 중 하나는 13 CMRSI입니다. 이 방법은 시험 관내에서 또는 실시간으로 생체 내에서 신진 대사를 평가하는 최소 침습 MRI 따르는 생물학적 샘플에 13 C 분자의 도입을 포함한다. 그럼에도 불구하고, 예컨대 [18 F] -FDG PET 또는 컴퓨터 단층 촬영 등의 다른 방법에 비해 13 CMRSI의 가장 큰 문제는, 낮은 신호 대 잡음비이다.

핵 자기 공명 신호는 분극 레벨 총인구 두 에너지 상태에서 스핀 ½ 핵 인구 차의 비 (도 1a)에 정비례한다. 편광은 일의 제품입니다핵의 전자 회전 자기 비 (γ) 및 온도에 대한인가 자계 강도. 1 H 핵의 일반적인 편광은 상대적으로 열악한 신호 대 잡음비를 제공한다 (3) T에서 0.001 % ~ 0.005 %의 순서이다. 오늘날의 최첨단 MRI는 인해 생물학적 시료에서 1 H의 높은 풍부 1 H의 높은 회전 자기 비율 성공적인 이미징 방법이었다 (γ 1H = 42.576 MHz의 / T). 그러나, 카본과 같은 다른 핵을 관찰하는 것이 더 요구된다. 유일한 안정 자기 활성 탄소 동위 원소, C (13)는 모두 탄소수 단지 1.1 %를 차지한다. 또한, 13 C (γ = 10.705 MHz의 13C / T)의 회전 자기 비는 낮은 검출 효율을 초래 H의 4 배 이하이다. 요약하면, 낮은 13 C 풍부 낮은 γ의 13C 열 13 C 측정은 하나의 감도 0.0176 %를 달성시킬생체 내에서 H-NMR 측정.

동적 핵 분극

13 C 측정의 비교적 불량한 감도를 극복하는 방법은 DNP이다. 그것은 원래 앨버트 W. 오버 하우저 (Overhauser)에 의해 1953 년에 금속에 대해 설명했다. 그 논문에서, 그 명시된 "전도 전자의 전자 스핀 공명이 포화되면, 핵 그들의 회전 자기 비는 전자 스핀의이라면 그들이 것 같은 정도 편파 될 것 같다."이 나중에 그 해는 조각가와 Slichter 실험적으로 오버 하우저 (Overhauser)의 가설 3을 확인했다. 1958 년, 아브라 감 및 프록터는 액체에서 전자이 효과를 설명하고 그 이름 "고체 효과." 4 K 이하의 온도에서, 전자의 스핀 분극은 거의 100 %에 도달하고 핵 스핀 분극 (도 1b) 4보다 크기보다 3 명령이다. 티전자의 회전 자기 비 (γ = 28024.944 MHz의 E / T)는 회전 자기 핵 비율보다 3 자릿수 때문에 자신이 발생한다. 전자가 해당 전자에 가까운 주파수를 갖는 마이크로파 방사선을 이용하여 핵 스핀으로 회전에서 같은 오버 하우저 (Overhauser) 효과, 고체 효과 가교 효과 및 열적 혼합 효과로서, 전자와 원자핵 사이의 약한 상호 작용은 편광의 전송을 허용 상자성 공명 (EPR) 주파수 5,6-. DNP의 이론은 더 이상 전자 및 열 혼합을 포함하기 위해 개발되었습니다. 그럼에도 불구하고, 현재까지, DNP의 더 통합 된 양적 이론적 인 설명은 7, 8을 발표 없습니다.

그림 1
그림 1 : 동적 핵 분극과 과분극 이해. 스핀 인구 A) 개략적 비교열 평형의 편광 상태와 분극 상태이다. B) 편광은 온도에 따라 달라집니다. 전자의 분극의 (e -) 1.4 K이다 DNP 이하 100 % 105 -fold까지 자신의 편광을 증가 C 13 핵에 전자로부터 편광 전송할 수에 도달한다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

13 C NMR을 이용하여 생물학적 시스템의 연구에서 DNP을 소개하고, 이후 빠른 샘플 용해 개발했다. 오십년 오버 하우저 (Overhauser)의 가설, 월 H. Ardenkjaer – 라센 등 후. 최소한의 과분극 손실 6 액체 상태로 분극 냉동 샘플을 가져 오는 기술적으로 어려운 문제를 해결했다. 해산 DNP는 연구의 새로운 분야가 13 CMRS라는 오픈나는, 조사 및 각종 질병 상태 9,10의 특성을 할 수있는 새로운 방법을 제공한다. 부대 전자, 트리 틸 라디칼 (8- 카르복시 -2,2,6,6- 테트라 (히드 록시 에틸) -benzo- [1,2-4,5] 비스 – (1,3)의 안정된 운반 -dithiole -4- 일) – 메틸 나트륨 염 (OX063) 또는 (2,2,6,6- 테트라 메틸 피 페리 딘 -1- 일) 옥실 (TEMPO)는 일반적으로 사용된다. 이러한 목적 13 C 표지 분자와 혼합하고, 해당 EPR 주파수에 가까운 주파수를 갖는 마이크로파 방사선에 노출된다. 이 기술을 사용하여, 13 C 핵의 편광을 37 내지 11 %까지 증가 될 수있다. 이는 열 평형 편광 (11, 12)에 비해 105 -fold 분극 향상을 초래한다. 그러나, 마이크로파의 조사를 중지 및 / 또는 13 C-분자가 액체 상태로 전송하자마자, 편광은 편광 된 13 C 핵의 종 완화 시간 (T 1)와 붕괴. 따라서,빠른 용해 기술의 발명 또는 생물학적 응용 프로그램 (13)에 대한 중요 실험 측정 (즉, 주사)하기 전에 시간을 단축 후속 기술.

후보 분자가 성공적으로 13 CMRSI 연구를 위해 수행해야하는 세 가지 주요 요구 사항이 있습니다. 첫째, 관심있는 13 C 핵은 충분히 긴 T 1 (> 10 초)을 가지고있다. 13 C-라벨의 선택은 매우 중요하다. 가장 좋은 후보 핵 결합을 통해 1 H-핵와 직접적인 접촉 탄소입니다. 본래 물질로부터 상당히 상이한 화학 시프트 하류 대사 산물의 생성, T (3) 1 회 – 또한 급속이 내 대사되어야한다. 공간 분포가 전자 13 C 사이의 거리를 감소되도록 샘플 혼합물은 트랜스 있도록, 비정질 유리 때 고체 상태를 형성해야편광 남았다. 후보 분자는 자연적으로 비정질 유리를 형성하지 않는 경우, 글리세롤이나 디메틸 설폭 사이드 (14)를 고하는 유리처럼 제에 가용성 인 필요가있다. 이러한 요구 사항은 후보 분자의 상대적으로 적은 수의 결과. 그러나, 적합한 분자의 성공적인 검색 후에, 과분극하는 작용 프로토콜을 개발하는 것은 9,14,15 기술적으로 어려울 수있다.

36 [2- (13) C] 프로피온산 (37), [1- (13) C] 에틸 피루 베이트 38, [1-13 C 최근, 여러 기판은 [1-13 C] 프로피온산 (12, 16)로 성공적으로 편광왔다 ] 락트 39 [1- (13) C] 푸마 40-43, 13 C-중탄산 36,44,45 [1-13 C] 아세트산 나트륨 43,46 49 13 C – 우레아 6,36,50,51 , [5- (13) C] glutamiNE 15,52,53 [1-13 C] 글루타메이트 (53, 54), [1- (13) C] 2- 옥소 글 루타 레이트 (55), [1- (13) C] 알라닌 등 14,56. 과분극을 위해 특히 재미 있고 일반적으로 사용되는 기판은 [1- (13) C] 피루브산이다. 널리 각종 질병 14,17,22에서 세포의 에너지 대사를 조사하기 위해 전임상 연구에 사용된다. [1-13 C]는 피루브산은 대사되고이어서 전에 세포막 비교적 긴 T 1 및 신속한 전송을 포함 성공적인 과분극의 모든 요건을 만족한다. [1- (13) C] 피루 베이트와 전임상 연구는 현재 병원 57로 번역되고있다.

피루브산의 대사

또한 암 세포의 DNA 및 대사 경로의 변화 변이 사이에 직접 링크가 존재하는 것으로 알려져있다. 이미 1920 년대에, 오토 바르 부르크의 discov60 건강한 조직 (58)에 비해 종양에서 포도당과 젖산의 생산의 증가 신진 대사를가 있음을 겹으로. 이어서, 같은 오탄당 포스페이트 경로의 트리 카르 복실 산 사이클 산화 적 인산화 및 뉴클레오타이드 및 지질의 합성 등의 다른 대사 경로에서 다양한 교대가 설명되었다.

피루브산은 해당 작용의 최종 제품입니다. 종양에서, LDH (61)에 의해 촉매 무산소을 겪게하고 보효소 니코틴 아미드 아데닌 디 뉴클레오티드 환원 형의 반응 (NADH), 락트산 및 조효소 (NAD +)의 산화 된 형태의 결과. 선택적으로, 피루 베이트는 알라닌 트랜스 아미나 제 (ALT)에 의해 촉매를 형성하는 알라닌 글루타메이트와 아미노기 전이 반응을 겪는다. 두 반응은 쉽게 되돌릴 수 있습니다. 피루브산은 이산화탄소 및 아세틸 -CoA, R로 피루 베이트 탈수소 효소 (PDH) 촉매로 탈 카르 복 실화를 겪는이 단계에서의 비가역 반응을 epresenting. 이 반응 속도에 교대 종양 대사 17,21,22,25,62 연결될 수있다. 대사 경로는 그림 2에 요약되어있다.

그림 2
그림 2 : 피루브산의 주요 대사 반응의 다이어그램. 피루 베이트 / 락 테이트 변환 LDH에 의해 촉진되고, 피루브산 / 알라닌 변환 ALT 의해 촉매된다. 피루브산은 비가 역적 및 PDH에 의한 CO 2, 닐 -CoA 아세틸 변환 및 CO 2는 수소 나트륨 (80)의 pH에 의존 평형에 있습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

과분극 [1- (13) C] 피루브산과 그 대사 산물의 검출은 이전에 쥐에서 증명되었다 그는예술 37,63 (65),(66), 근육, 신장 62,67. 한 연구는 정상 및 금식 쥐의 간 (66) 사이의 락 테이트 – 투 – 알라닌 비율에 유의 한 차이를 보여 간암 68,69에서 매우 높은 및 과분극 [1- (13) C] 젖산 수준을 보여 주었다. 종양 등급이 절제된 종양의 조직 학적 등급과 높은 상관 관계를 나타내는 분극 젖산 수준, 과분극 [1-13 C] 프로피온산 (22)을 사용하여 마우스 전립선 (TRAMP)의 형질 선암에서 식별 될 수 있다는 증거가있다. ALT에 의해 피루브산에서 촉매 알라닌은 쥐의 간세포 암 (23)에 유용한 지표로 제안되었다.

피루 베이트 락 테이트 대사 플럭스를 측정하는 모니터링 허혈 63,65,70과 세포 독성 화학 요법 17,40 타겟 약물 치료에 대한 응답으로서 사용되고 <SUP> 24,25,41, 또는 동물 모델에서 방사선 치료 26. 또한 교 모세포종 및 유방암의 마우스 모델 (25)의 포스파티딜 이노시톨 3- 키나제 (PI3K)의 억제제 LY294002 응답의 검출을 위해 사용되었다. 뇌에 피루브산 대사의 변화는 26 전립선 암 24,71 또한 치료 후 관찰되었다 종양이.

전립선 암

전립선 암은 전 세계적으로 72 남성의 죽음과 관련된 노인 남성과 두 번째 주요 암의 주된 암이다. 현재까지 신뢰성있는 비 침습적 방법은 엄격한 탐지 및 환자의 준비를 가능하게하는 새로운 대사 이미징 기술에 대한 긴급한 필요성을 강조, 전립선 암 73, 74의 조기 진단 및 특성에 사용할 수 없습니다. 전립선 암 환자 13 CMRSI 결합 용출 DNP의 가능성을 입증하는 모델로 사용 된57이야. 이 연구는 전립선 암의 촬상하는 제 이용한 임상 시험 [1-13 C] 프로피온산 13 CMRSI에서 계속하고, 이는 최근 (NCT01229618)을 완료 하였다.

이 작품 뒤에 동기는 세포와 임상 설정에서 13 CMRSI 방법의 응용 프로그램을보다 상세하고 광범위한 청중에 대해 설명했다. PC3 전립선 암 세포주에서의 시험 관내 [1-13 C] 락트산 내지 [1-13 C] 프로피온산의 LDH – 촉매 대사를 측정 우리는 시험 관내 연구에서 용해 DNP의 가능한 응용을 설명하고 결정적인 단계를 처리하고 실험 기간 동안 도전.

Protocol

1. 샘플 원액 준비 1 밀리몰 / L GadM의 최종 농도를 농축하여 [1- (13) C] 피루브산으로 가도 테 린산의 메 글루 민 (GadM, 0.5 몰 / L)를 추가한다. 틸 라디칼 (8- 카르복시 -2,2,6,6- 테트라 (히드 록시 에틸) -benzo- [1,2-4,5] 비스 (1,3-) -dithiole -4- 일) – 추가 – 이 혼합물에 메틸 나트륨 염 (OX063)는 15 밀리몰 / L의 최종 농도를 얻었다. 완전히 용해 될 때까지 소용돌이. 참고 :이 원액 준비는 3.35-T …

Representative Results

은 "마이크로파 소인"의 결과는도 3에 도시되어있다. 이는 [1-13 C] 프로피온산 샘플에 대한 최적의 마이크로파 주파수가 로컬 3.35-T의 분극 대 94.156 GHz의 것을 나타낸다. 모든 다음의 실험은 과분극 (N = 14)의 100 mW의 전력이 마이크로파의 주파수를 사용하여 수행 하였다. 마이크로파 조사에 90 %보다 높은 고체 과분극 선도, 60 내지 80 분 동안 적용 하였다. 결과는 그?…

Discussion

과분극 프로브 13 CMRSI 시험 관내 및 생체 내 대사를 실시간으로 모니터링하는 유망한 방법이다. 하나의 매우 중요한 측면이 실험 방법을 사용하는 것이 특히 생체 외 실험에 대해 적절한 표준화이다. 먼저, 시료의 준비 각 실험에서 분극 물질의 동일한 농도를 달성하기 위해 적절하고 일관성있게 수행되어야한다. 이 과분극 버퍼로 샘플 모두의 무게 정확한을 필요로한…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

E.K. gratefully acknowledges the support of the Graduate School of Bioengineering (GSB) at Technische Universität München. This work was supported by the German Research Foundation (DFG) within the SFB Collaborative Research Center 824, “Imaging for Selection, Monitoring, and Individualization of Cancer Therapies.”

Materials

HyperSense DNP Polariser Oxford Instruments 3.35 T preclinical DNP hyperpolarizer
GE/Agilent MR901 GE Healthcare/Agilent Technologies 7 T preclinical MRI scanner, with small bore designed for experiments onrodent
Spinsolve Carbon Magritek 1 T NMR spectrometer with permanent magnet
Deuterium Oxide Sigma Aldrich 7789-20-0
Sodium phosphate dibasic Sigma Aldrich 7558-79-4
Sodium phosphate monbasic Sigma Aldrich 7558-80-7
Sodium hydroxide Sigma Aldrich 1310-73-2
Disodium edetate Sigma Aldrich 6381-92-6
Pyruvic acid – 13C1 Cambridge Isotopes Laboratories CLM-8077-1
Dotarem (0.5 mmol/L) Guerbet gadoterate meglumine  
tris (8-carboxy-2,2,6,6-tetra-(hydroxyethyl)-benzo-[1,2–4,5]-bis-(1,3)-dithiole-4-yl)-methyl sodium salt (OX063) GE Healthcare trityl radical used as a sourse of free electron
PC3 cell line ATCC CRL1435
F-12K medium  ATCC 30-2004
Fetal Bovine Serum ATCC SCRR-30-2020
Trypsine-EDTA Solution, 1X ATCC 30-2101
Sample plastic cup Oxford Instruments
Trypan blue Bio-Rad 145-0013-MSDS

References

  1. Rohren, E. M., Turkington, T. G., Coleman, R. E. Clinical applications of PET in oncology. Radiology. 231 (2), 305-332 (2004).
  2. Overhauser, A. W. Polarization of Nuclei in Metals. Phys. Rev. 92 (2), 411-415 (1953).
  3. Carver, T. R., Slichter, C. P. Polarization of Nuclear Spins in Metals. Phys. Rev. 92 (1), 212-213 (1953).
  4. Abragam, A., Proctor, W. G. Spin Temperature. Phys. Rev. 109 (5), 1441-1458 (1958).
  5. Abragam, a., Goldman, M. Principles of dynamic nuclear polarisation. Reports Prog. Phys. 41 (3), 395-467 (2001).
  6. Ardenkjaer-Larsen, J. H., Fridlund, B., et al. Increase in signal-to-noise ratio of > 10,000 times in liquid-state NMR. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 100 (18), 10158-10163 (2003).
  7. Shimon, D., Hovav, Y., Feintuch, A., Goldfarb, D., Vega, S. Dynamic nuclear polarization in the solid state: a transition between the cross effect and the solid effect. Phys. Chem. Chem. Phys. 14 (16), 5729-5743 (2012).
  8. Serra, S. C., Rosso, A., Tedoldi, F. Electron and nuclear spin dynamics in the thermal mixing model of dynamic nuclear polarization. Phys. Chem. Chem. Phys. 14 (38), 13299-13308 (2012).
  9. Gallagher, F. A., Kettunen, M. I., Brindle, K. M. Biomedical applications of hyperpolarized 13C magnetic resonance imaging. Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc. 55 (4), 285-295 (2009).
  10. Hurd, R. E., Yen, Y. -. F., Chen, A., Ardenkjaer-Larsen, J. H. Hyperpolarized 13C metabolic imaging using dissolution dynamic nuclear polarization. J. Magn. Reson. Imaging. 36 (6), 1314-1328 (2012).
  11. Ardenkjaer-Larsen, J. H., Fridlund, B., et al. Increase in signal-to-noise ratio of > 10,000 times in liquid-state NMR. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 100 (18), 10158-10163 (2003).
  12. Golman, K., in’t Zandt, R., Thaning, M. Real-time metabolic imaging. Proc. Natl. Acad. Sci. 103 (30), 11270-11275 (2006).
  13. Comment, A., Rentsch, J., et al. Producing over 100 ml of highly concentrated hyperpolarized solution by means of dissolution DNP. J. Magn. Reson. 194 (1), 152-155 (2008).
  14. Brindle, K. M., Bohndiek, S. E., Gallagher, F. A., Kettunen, M. I. Tumor imaging using hyperpolarized 13C magnetic resonance spectroscopy. Magn. Reson. Med. 66 (2), 505-519 (2011).
  15. Gallagher, F. A., Kettunen, M. I., Day, S. E., Lerche, M., Brindle, K. M. 13C MR spectroscopy measurements of glutaminase activity in human hepatocellular carcinoma cells using hyperpolarized 13C-labeled glutamine. Magn. Reson. Med. 60 (2), 253-257 (2008).
  16. Chen, A. P., Albers, M. J., et al. Hyperpolarized C-13 spectroscopic imaging of the TRAMP mouse at 3T-initial experience. Magn. Reson. Med. 58 (6), 1099-1106 (2007).
  17. Day, S. E., Kettunen, M. I., et al. Detecting tumor response to treatment using hyperpolarized 13C magnetic resonance imaging and spectroscopy. Nat. Med. 13 (11), 1382-1387 (2007).
  18. Schroeder, M. A., Swietach, P., et al. Measuring intracellular pH in the heart using hyperpolarized carbon dioxide and bicarbonate: a 13C and 31P magnetic resonance spectroscopy study. Cardiovasc. Res. 86 (1), 82-91 (2010).
  19. Hurd, R. E., Yen, Y. -. F., Tropp, J., Pfefferbaum, A., Spielman, D. M., Mayer, D. Cerebral dynamics and metabolism of hyperpolarized [1-(13)C]pyruvate using time-resolved MR spectroscopic imaging. J. Cereb. Blood Flow Metab. 30 (13), 1734-1741 (2010).
  20. Golman, K., Zandt, R. I., Lerche, M., Pehrson, R., Ardenkjaer-Larsen, J. H. Metabolic imaging by hyperpolarized 13C magnetic resonance imaging for in vivo tumor diagnosis. Cancer Res. 66 (22), 10855-10860 (2006).
  21. Park, I., Larson, P. E. Z., et al. Hyperpolarized 13C magnetic resonance metabolic imaging: application to brain tumors. Neuro. Oncol. 12 (2), 133-144 (2010).
  22. Albers, M. J., Bok, R., et al. Hyperpolarized 13C lactate, pyruvate, and alanine: noninvasive biomarkers for prostate cancer detection and grading. Cancer Res. 68 (20), 8607-8615 (2008).
  23. Yen, Y. -. F., Le Roux, P., et al. T(2) relaxation times of (13)C metabolites in a rat hepatocellular carcinoma model measured in vivo using (13)C-MRS of hyperpolarized [1-(13)C]pyruvate. NMR Biomed. 23 (4), 414-423 (2010).
  24. Dafni, H., Larson, P. E. Z., et al. Hyperpolarized 13C spectroscopic imaging informs on hypoxia-inducible factor-1 and myc activity downstream of platelet-derived growth factor receptor. Cancer Res. 70 (19), 7400-7410 (2010).
  25. Ward, C. S., Venkatesh, H. S., et al. Noninvasive detection of target modulation following phosphatidylinositol 3-kinase inhibition using hyperpolarized 13C magnetic resonance spectroscopy. Cancer Res. 70 (4), 1296-1305 (2010).
  26. Day, S. E., Kettunen, M. I., et al. Detecting response of rat C6 glioma tumors to radiotherapy using hyperpolarized [1- 13C]pyruvate and 13C magnetic resonance spectroscopic imaging. Magn. Reson. Med. 65 (2), 557-563 (2011).
  27. Johannesson, H., Macholl, S., Ardenkjaer-Larsen, J. H. Dynamic Nuclear Polarization of [1-13C]pyruvic acid at 4.6 tesla. J. Magn. Reson. 197 (2), 167-175 (2009).
  28. Durst, M., Koellisch, U., et al. Bolus tracking for improved metabolic imaging of hyperpolarised compounds. J. Magn. Reson. 243, 40-46 (2014).
  29. Khegai, O., Schulte, R. F., et al. Apparent rate constant mapping using hyperpolarized [1-(13)C]pyruvate. NMR Biomed. 27 (10), 1256-1265 (2014).
  30. Sogaard, L. V., Schilling, F., Janich, M. A., Menzel, M. I., Ardenkjaer-Larsen, J. H. In vivo measurement of apparent diffusion coefficients of hyperpolarized (1)(3)C-labeled metabolites. NMR Biomed. 27 (5), 561-569 (2014).
  31. Aquaro, G. D., Frijia, F., et al. 3D CMR mapping of metabolism by hyperpolarized 13C-pyruvate in ischemia-reperfusion. JACC. Cardiovasc. Imaging. 6 (6), 743-744 (2013).
  32. Menzel, M. I., Farrell, E. V., et al. Multimodal assessment of in vivo metabolism with hyperpolarized [1-13C]MR spectroscopy and 18F-FDG PET imaging in hepatocellular carcinoma tumor-bearing rats. J. Nucl. Med. 54 (7), 1113-1119 (2013).
  33. Schilling, F., Duwel, S., et al. Diffusion of hyperpolarized (13) C-metabolites in tumor cell spheroids using real-time NMR spectroscopy. NMR Biomed. 26 (5), 557-568 (2013).
  34. Schulte, R. F., Sperl, J. I., et al. Saturation-recovery metabolic-exchange rate imaging with hyperpolarized [1-13C] pyruvate using spectral-spatial excitation. Magn. Reson. Med. 69 (5), 1209-1216 (2013).
  35. Wiesinger, F., Weidl, E., et al. IDEAL spiral CSI for dynamic metabolic MR imaging of hyperpolarized [1-13C]pyruvate. Magn. Reson. Med. 68 (1), 8-16 (2012).
  36. Wilson, D. M., Keshari, K. R., et al. Multi-compound polarization by DNP allows simultaneous assessment of multiple enzymatic activities in vivo. J. Magn. Reson. 205 (1), 141-147 (2010).
  37. Schroeder, M. A., Atherton, H. J., et al. Real-time assessment of Krebs cycle metabolism using hyperpolarized 13C magnetic resonance spectroscopy. FASEB J. Off. Publ. Fed. Am. Soc. Exp. Biol. 23 (8), 2529-2538 (2009).
  38. Hurd, R. E., Yen, Y. -. F., et al. Metabolic imaging in the anesthetized rat brain using hyperpolarized [1-13C] pyruvate and [1-13C] ethyl pyruvate. Magn. Reson. Med. 63 (5), 1137-1143 (2010).
  39. Chen, A. P., Kurhanewicz, J., et al. Feasibility of using hyperpolarized [1-13C]lactate as a substrate for in vivo metabolic 13C MRSI studies. Magn. Reson. Imaging. 26 (6), 721-726 (2008).
  40. Witney, T. H., Kettunen, M. I., et al. Detecting treatment response in a model of human breast adenocarcinoma using hyperpolarised [1-(13)C]pyruvate and. Br. J. Cancer. 103 (9), 1400-1406 (2010).
  41. Bohndiek, S. E., Kettunen, M. I., et al. Detecting tumor response to a vascular disrupting agent using hyperpolarized (13)C magnetic resonance spectroscopy. Mol. Cancer Ther. 9 (12), 3278-3288 (2010).
  42. Gallagher, F. A., Kettunen, M. I., et al. Production of hyperpolarized [1,4-13C2]malate from [1,4-13C2]fumarate is a marker of cell necrosis and treatment response in tumors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (47), 19801-19806 (2009).
  43. Jensen, P. R., Peitersen, T., et al. Tissue-specific short chain fatty acid metabolism and slow metabolic recovery after ischemia from hyperpolarized NMR in vivo. J. Biol. Chem. 284 (52), 36077-36082 (2009).
  44. Gallagher, F. A., Kettunen, M. I., et al. Magnetic resonance imaging of pH in vivo using hyperpolarized 13C-labelled bicarbonate. Nature. 453 (7197), 940-943 (2008).
  45. Scholz, D. J., Janich, M. A., et al. Quantified pH imaging with hyperpolarized 13C-bicarbonate. Magn. Reson. Med. 73 (6), 2274-2282 (2015).
  46. Koellisch, U., Gringeri, C. V., et al. Metabolic imaging of hyperpolarized [1-(13) C]acetate and [1-(13) C]acetylcarnitine – investigation of the influence of dobutamine induced stress. Magn. Reson. Med. 74 (4), 1011-1018 (2015).
  47. Koellisch, U., Laustsen, C., et al. Investigation of metabolic changes in STZ-induced diabetic rats with hyperpolarized [1-13C]acetate. Physiol. Rep. 3 (8), (2015).
  48. Jensen, P. R., Meier, S., Ardenkjaer-Larsen, J. H., Duus, J. O., Karlsson, M., Lerche, M. H. Detection of low-populated reaction intermediates with hyperpolarized NMR. Chem. Commun. (34), 5168-5170 (2009).
  49. Koelsch, B. L., Keshari, K. R., Peeters, T. H., Larson, P. E. Z., Wilson, D. M., Kurhanewicz, J. Diffusion MR of hyperpolarized 13C molecules in solution. Analyst. 138 (4), 1011-1014 (2013).
  50. Golman, K., Ardenkjaer-Larsen, J. H., Petersson, J. S., Mansson, S., Leunbach, I. Molecular imaging with endogenous substances. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 100 (18), 10435-10439 (2003).
  51. von Morze, C., Larson, P. E. Z., et al. Imaging of Blood Flow Using Hyperpolarized [(13)C]Urea in Preclinical Cancer Models. J. Magn. Reson. Imaging. 33 (3), 692-697 (2011).
  52. Chiavazza, E., Kubala, E., et al. Earth’s magnetic field enabled scalar coupling relaxation of 13C nuclei bound to fast-relaxing quadrupolar 14N in amide groups. J. Magn. Reson. 227, 35-38 (2013).
  53. Jensen, P. R., Karlsson, M., Meier, S., Duus, J., Lerche, M. H. Hyperpolarized amino acids for in vivo assays of transaminase activity. Chem. – A Eur. J. 15 (39), 10010-10012 (2009).
  54. Gallagher, F. A., Kettunen, M. I., et al. Detection of tumor glutamate metabolism in vivo using 13C magnetic resonance spectroscopy and hyperpolarized [1-13C]glutamate. Magn. Reson. Med. 66 (1), 18-23 (2011).
  55. Chaumeil, M. M., Larson, P. E. Z., et al. Hyperpolarized [1-13C] glutamate: a metabolic imaging biomarker of IDH1 mutational status in glioma. Cancer Res. 74 (16), 4247-4257 (2014).
  56. Keshari, K. R., Wilson, D. M. Chemistry and biochemistry of 13C hyperpolarized magnetic resonance using dynamic nuclear polarization. Chem. Soc. Rev. 43 (5), 1627-1659 (2014).
  57. Nelson, S. J., Kurhanewicz, J., et al. Metabolic Imaging of Patients with Prostate Cancer Using Hyperpolarized [1-13C]Pyruvate. Sci. Transl. Med. 5 (198), (2013).
  58. Warburg, O. On the origin of cancer cells. Science. 123 (3191), 309-314 (1956).
  59. Warburg, O., Wind, F., Negelein, E. {Ü}ber den Stoffwechsel von Tumoren im K{ö}rper. Klin. Wochenschr. 5 (19), 829-832 (1926).
  60. Barnes, A. B., De Paepe, G., et al. High-Field Dynamic Nuclear Polarization for Solid and Solution. Biological NMR. Appl. Magn. Reson. 34 (3-4), 237-263 (2008).
  61. Koukourakis, M. I., Giatromanolaki, A., Sivridis, E., Gatter, K. C., Harris, A. L. Pyruvate dehydrogenase and pyruvate dehydrogenase kinase expression in non small cell lung cancer and tumor-associated stroma. Neoplasia. 7 (1), 1-6 (2005).
  62. Golman, K., Petersson, J. S. Metabolic Imaging and Other Applications of Hyperpolarized 13C1. Acad. Radiol. 13 (8), 932-942 (2016).
  63. Golman, K., Petersson, J. S., et al. Cardiac metabolism measured noninvasively by hyperpolarized 13C MRI. Magn. Reson. Med. 59 (5), 1005-1013 (2008).
  64. Merritt, M. E., Harrison, C., Storey, C., Jeffrey, F. M., Sherry, A. D., Malloy, C. R. Hyperpolarized 13C allows a direct measure of flux through a single enzyme-catalyzed step by NMR. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (50), 19773-19777 (2007).
  65. Merritt, M. E., Harrison, C., Storey, C., Sherry, A. D., Malloy, C. R. Inhibition of carbohydrate oxidation during the first minute of reperfusion after brief ischemia NMR detection of hyperpolarized 13CO2 and H13CO3-. Magn. Reson. Med. 60 (5), 1029-1036 (2008).
  66. Hu, S., Chen, A. P., et al. In vivo carbon-13 dynamic MRS and MRSI of normal and fasted rat liver with hyperpolarized 13C-pyruvate. Mol. imaging Biol. MIB Off. Publ. Acad. Mol. Imaging. 11 (6), 399-407 (2009).
  67. Kohler, S. J., Yen, Y., et al. In vivo 13 carbon metabolic imaging at 3T with hyperpolarized 13C-1-pyruvate. Magn. Reson. Med. 58 (1), 65-69 (2007).
  68. Hu, S., Lustig, M., et al. 3D compressed sensing for highly accelerated hyperpolarized (13)C MRSI with in vivo applications to transgenic mouse models of cancer. Magn. Reson. Med. 63 (2), 312-321 (2010).
  69. Kurhanewicz, J., Vigneron, D. B., et al. Analysis of cancer metabolism by imaging hyperpolarized nuclei: prospects for translation to clinical research. Neoplasia. 13 (2), 81-97 (2011).
  70. Schroeder, M. A., Cochlin, L. E., Heather, L. C., Clarke, K., Radda, G. K., Tyler, D. J. In vivo assessment of pyruvate dehydrogenase flux in the heart using hyperpolarized carbon-13 magnetic resonance. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 105 (33), 12051-12056 (2008).
  71. Zierhut, M. L., Yen, Y. -. F., et al. Kinetic modeling of hyperpolarized 13C1-pyruvate metabolism in normal rats and TRAMP mice. J. Magn. Reson. 202 (1), 85-92 (2010).
  72. Dennis, L. K., Resnick, M. I. Analysis of recent trends in prostate cancer incidence and mortality. Prostate. 42 (4), 247-252 (2000).
  73. Jambor, I., Borra, R., et al. Functional imaging of localized prostate cancer aggressiveness using 11C-acetate PET/CT and 1H-MR spectroscopy. J. Nucl. Med. 51 (11), 1676-1683 (2010).
  74. Presti, J. C. J., Hricak, H., Narayan, P. A., Shinohara, K., White, S., Carroll, P. R. Local staging of prostatic carcinoma: comparison of transrectal sonography and endorectal MR imaging. AJR. Am. J. Roentgenol. 166 (1), 103-108 (1996).
  75. Schulte, R. F., Sacolick, L., et al. Transmit gain calibration for nonproton MR using the Bloch-Siegert shift. NMR Biomed. 24 (9), 1068-1072 (2011).
  76. Durst, M., Koellisch, U., et al. Comparison of acquisition schemes for hyperpolarised (1)(3)C imaging. NMR Biomed. 28 (6), 715-725 (2015).
  77. Janich, M. A., Menzel, M. I., et al. Effects of pyruvate dose on in vivo metabolism and quantification of hyperpolarized (1)(3)C spectra. NMR Biomed. 25 (1), 142-151 (2012).
  78. Harrison, C., Yang, C., et al. Comparison of kinetic models for analysis of pyruvate-to-lactate exchange by hyperpolarized 13 C NMR. NMR Biomed. 25 (11), 1286-1294 (2012).
  79. Gómez Damián, P. A., Sperl, J. I., et al. Multisite Kinetic Modeling of (13)C Metabolic MR Using [1-(13)C]Pyruvate. Radiol. Res. Pract. 2014, (2014).
  80. Talbot, J. -. N., Gutman, F., et al. PET/CT in patients with hepatocellular carcinoma using [(18)F]fluorocholine: preliminary comparison with [(18)F]FDG PET/CT. Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 33 (11), 1285-1289 (2006).
  81. Reeder, S. B., Pineda, A. R., et al. Iterative decomposition of water and fat with echo asymmetry and least-squares estimation (IDEAL): application with fast spin-echo imaging. Magn. Reson. Med. 54 (3), 636-644 (2005).
  82. Laustsen, C., Ostergaard, J. A., et al. Assessment of early diabetic renal changes with hyperpolarized [1-(13) C]pyruvate. Diabetes. Metab. Res. Rev. 29 (2), 125-129 (2013).
  83. Serrao, E. M., Brindle, K. M. Potential Clinical Roles for Metabolic Imaging with Hyperpolarized [1-(13)C]Pyruvate. Front. Oncol. 6, 59 (2016).

Play Video

Cite This Article
Kubala, E., Muñoz-Álvarez, K. A., Topping, G., Hundshammer, C., Feuerecker, B., Gómez, P. A., Pariani, G., Schilling, F., Glaser, S. J., Schulte, R. F., Menzel, M. I., Schwaiger, M. Hyperpolarized 13C Metabolic Magnetic Resonance Spectroscopy and Imaging. J. Vis. Exp. (118), e54751, doi:10.3791/54751 (2016).

View Video