Una tecnica dal vivo imaging di fluorescenza per quantificare la ricostituzione e la mobilitazione di specifiche vescicole sinaptiche (SV) piscine in terminazioni nervose centrale è descritto. Due tornate di SV riciclaggio sono monitorati nei terminali nervosi pur prevedendo un controllo interno.
Dopo il rilascio del neurotrasmettitore nei terminali nervosi centrali, SV sono rapidamente recuperati da endocitosi. Estratto SV sono poi riempiti con i neurotrasmettitori e raggiungere la piscina di riciclaggio, definito come SV che sono disponibili per 1,2 esocitosi. Il pool di riciclo possono essere generalmente suddivisi in due gruppi distinti – la piscina facilmente scaricabile (RRP) e il pool di riserva (RP). Come i loro nomi, il PRR è costituito da SV che sono immediatamente disponibili per la fusione, mentre RP SV vengono rilasciati solo durante 1,2 intensa stimolazione. E 'importante avere un test affidabile che riporta la ricostituzione differenziale di queste piscine SV al fine di capire 1) come il traffico SV dopo diverse modalità di endocitosi (come endocitosi clatrina-dipendenti e di attività-dipendente endocitosi bulk) e 2) i meccanismi controllare la mobilitazione sia del PRR e RP in risposta a stimoli diversi.
Coloranti FM sono sistematicamente impieganoed a segnalare quantitativamente fatturato SV nei terminali nervosi centrali 3-8. Hanno una coda idrofoba di idrocarburi che permette il partizionamento reversibile nel doppio strato lipidico, e un gruppo di testa idrofila che blocca il passaggio attraverso le membrane. I coloranti hanno poco a fluorescenza in soluzione acquosa, ma la loro resa quantica aumenta notevolmente quando partizionato in membrana 9. Così coloranti FM sono ideali sonde fluorescenti per il monitoraggio attivo riciclaggio SV. Il protocollo standard per l'utilizzo di FM tintura è il seguente. In primo luogo esse sono applicate ai neuroni e sono assorbite durante endocitosi (Figura 1). Dopo non interiorizzato colorante viene lavato via dalla membrana plasmatica, riciclati ridistribuire SV all'interno del pool di riciclaggio. Queste SV sono poi esauriti utilizzando stimoli scarico (Figura 1). Dal FM etichettatura tintura di SV è quantali 10, il calo di fluorescenza risultante è proporzionale alla quantità di vescicole rilasciato. Così, il riciclaggio e la fusione di SV generati dalla prtondo evious di endocitosi può essere attendibilmente quantificati.
Qui, presentiamo un protocollo che è stato modificato per ottenere due ulteriori elementi di informazione. In primo luogo, gli stimoli sequenziali di scarico vengono utilizzati per scaricare in modo differenziato il PRR e RP, per consentire la quantificazione del rifornimento di specifiche piscine SV. In secondo luogo, ogni terminale del nervo subisce il protocollo due volte. Quindi, la risposta del terminale stesso nervo a S1 può essere confrontata con la presenza di una sostanza in esame nella fase S2 (Figura 2), fornendo un controllo interno. Questo è importante, dal momento che l'entità del riciclaggio SV attraverso i terminali nervosi diversi è molto variabile 11.
Ogni aderente colture primarie neuronali possono essere utilizzati per questo protocollo, ma la densità di placcatura, le soluzioni e le condizioni di stimolazione sono ottimizzati per i neuroni granulari del cervelletto (CGN) 12,13.
Coloranti FM sono ampiamente utilizzati per studiare la funzione del nervo terminale in molte preparazioni neuronali. Sono stati impiegati principalmente per monitorare l'estensione di entrambi endocitosi SV, il fatturato SV o la cinetica di esocitosi 6. Il protocollo descritto estende questi studi per esaminare il differenziale scarico di specifiche piscine SV. Questo fornisce ulteriori informazioni riguardanti il rifornimento di piscine SV e anche il loro grado di mobilitazione.
Coloranti FM può essere utilizzato per etichettare vari cicli di riciclaggio all'interno della SV terminazioni nervose stesse. Abbiamo sfruttato questa proprietà e progettato protocolli in cui fatturato SV in ogni terminale può essere monitorato due volte nella stessa terminazioni nervose. Questo fornisce un accurato controllo interno, che è essenziale per la natura eterogenea del riciclaggio SV nei terminali nervosi paralleli 11. Attraverso l'uso della fase S1 come controllo interno, la ricarica del PRR, RP e il totalePiscina SV in presenza di farmaci può essere affidabile e confrontate direttamente.
Oltre a fornire informazioni la dimensione assoluta del riciclo, piscine RRP e RP in condizioni di stimolazione diversi, questo protocollo può anche fornire i dati per i seguenti – 1) Il partizionamento di SV tra il PRR e RP in funzione della piscina riciclaggio per S1 e S2, 2) la dimensione relativa delle piscine S2 (RRP e RP) in funzione del totale riciclo del pool di S1 e 3) la dimensione relativa di ogni piscina SV definite in S2 in funzione della piscina stessa in S1. Questo protocollo particolare, non forniscono informazioni sulla cinetica di scarico tuttavia, poiché il tempo di acquisizione è troppo lento (per misurazioni cinetiche tempi di acquisizione deve essere il più rapido possibile e scarico automaticamente sincronizzati per la cattura delle immagini).
I nostri 30 Hz 2 stimoli s evoca una misura identica di RRP scarico di saccarosio ipertonico 8. Dal momento che la dimensione del PRRè definita da saccarosio ipertonico scarico 15, possiamo affermare che questo protocollo scarica tutte SV RRP, in accordo con studi in neuroni dell'ippocampo 16. Il pool di riserva è quasi completamente esaurita da tre treni di 400 stimoli (40 Hz 10 s ciascuno) in quanto questa stimolazione scarica una quantità identica di colorante ad un paradigma (2 stimoli con mM KCl 50) che consuma il 95% di tutti i coloranti etichettati SVs 8,17. Quantificazione precisa delle dimensioni sia del PRR e prenotare piscina dipende anche dalla acquisizione di informazioni all'interno del range dinamico lineare della camera CCD.
Questo semplice protocollo può anche essere ulteriormente modificata. La forza di stimoli di carico può essere variato per determinare come l'attività neuronale e le modalità di endocitosi diverse influenzano la ricarica piscina SV. Inoltre, maggiore di due cicli di carico e scarico può anche essere eseguita, se necessario. Questo protocollo può essere utilizzata anche in cellule trasfettate sia con iperespressione oshRNA vettori. A causa della bassa efficienza di trasfezione di colture primarie di neuroni, proteine espresse devono essere contrassegnati con proteine fluorescenti. È essenziale che queste etichette fluorescenti non interferiscono con il segnale FM colorante (uso ciano o proteine rosso, per esempio). In questo caso, terminazioni nervose dalle cellule trasfettate e non transfettate nello stesso campo di vista può anche essere paragonato come un ulteriore controllo 8. In tali esperimenti un confronto tra la portata di carico tra i carichi S1 e S2 è di poco valore, dal momento che la perturbazione è presente durante entrambi i carichi. Partizionamento di colorante tra piscine SV può ancora essere visualizzati comunque 8.
Giornalisti genetica chiamata pHluorins può anche essere impiegato per monitorare SV esocitosi e endocitosi nella scuola primaria la cultura neuronale. Queste sonde utilizzano un pH-sensibile proteina fluorescente verde per l'ambiente pH luminale di domini di proteine tag SV come VAMP, sinaptofisina e VGLUT1 18 </sup>. Se utilizzato in combinazione con inibitori della vescicolare ATPasi, pHluorins possibile segnalare sia la cinetica e la portata della mobilitazione piscina SV 19. L'FM-dye approccio qui descritto ha alcuni vantaggi rispetto alla tecnica pHluorin, In primo luogo, coloranti FM fornire informazioni sulle modalità di endocitosi SV che riempie il PRR e piscine riserva 8. In secondo luogo specifico piscine SV possono essere etichettati con coloranti FM che hanno differenti proprietà spettrali 20 e infine vi è alcun obbligo per la trasfezione. Coloranti FM non può fornire informazioni sul traffico SV tra il riposo e il riciclaggio piscine SV tuttavia (a differenza di pHluorins 19), dal momento che, per definizione, SV devono essere caricati con colorante durante endocitosi per essere visibili. Così entrambi i coloranti FM e pHluorins hanno punti di forza e di debolezza e sono più potenti quando viene utilizzata in esperimenti indipendenti, per affrontare la stessa domanda.
Immagini di alta qualità sono essenziali per l'analisi valide e reproducibLe risultati. Mentre deriva orizzontale può essere facilmente corretto, esperimenti in cui vi è una deriva nella Z-asse non può essere recuperato. Per questo motivo, è importante ri-fuoco le immagini prima di iniziare la scarica S1 e S2. Nei casi in cui un decadimento significativo fluorescente si è verificato, correzioni decadimento può essere applicato (di solito sottraendo una traccia precedentemente registrato da FM-caricato le cellule in assenza di stimolazione). Tuttavia, si suggerisce che la correzione di decadimento viene eseguita solo per la rappresentazione grafica e di non essere utilizzato per qualsiasi analisi quantitativa.
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento della Wellcome Trust (Rif.: 084277).
Name | Company | Catalogue no. |
---|---|---|
AxioCam MRm Rev. 3 Digital Camera | Carl Zeiss | 4265099901000 |
Axio Observer.A1 Microscope | Carl Zeiss | 4310040000000 |
Cell culture plates (6 wells) | Greiner bio-one | 657160 |
Centrifuge (Universal 32R) | Hettich Zentrifugen | 1610 |
CO2 incubator | Heraeus Instruments | 51014042 |
Falcon tubes (15/50 ml) | Greiner bio-one | 188271/210261 |
Fluar 20X /0.75 ∞/0.17 Objective | Carl Zeiss | 4401459901000 |
Glass coverslips (Ø25mm) | VWR international | 631-1584 |
Glass pasteur pipettes (230 nm) | Greiner bio-one | 612-1799 |
Haemocytometer | VWR | 15170-170 |
Imaging chamber | Warner | RC-21 BRFS |
Laminar flow hood | BIOHIT | VLF BHS 1200 |
McIlwain Tissue Chopper | Mickle Laboratory Engineering Co. Ltd. | MTC/2 |
Mercury lamp | Carl Zeiss | HBO 103 |
MultiStim System Electrical Stimulator (100mV, 1ms pluse width) | Digitimer Ltd. | D330 |
Perfusion pump | Watson-Marlow | 313S |
Serological Pipettes (5/10/25 ml) | Greiner bio-one | 606180/607180/760180 |
Shutter controller | Carl Zeiss | MAC5000 |
Syringe (20 ml) | BD Plastipak | ST01-B002 |
Syringe Filters (Minisart – 0.20 μm) | Sartorius Stedim | 16532 |
VC-6 Six Channel valve controller | Warner | 64-0135 |
YFP Filter set (Set 46) | Carl Zeiss | 1196-681 |
Table 1. Specific equipment and apparatus used
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
FM1-43 | Cambridge BioScience | BT70021 | 10 μM |
FM2-10 | Cambridge BioScience | BT70044 | 100 μM |
Poly-D-lysine | Sigma | P7886 | 15 μg/ml |
Silicone grease | Sigma | 85403 | – |
Table 2. Specific reagents used
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma | A4503 | 0.3% |
D-Glucose | Sigma | G5767 | 0.25% |
MgSO4·7H2O | Sigma | M2773 | 1.5 mM |
D-PBS | Gibco | 21300 | 960 mg/100 ml |
-make 100ml fresh for each preparation
-sterile filter before use
Table 3. Solution B for CGN preparation
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
Solution B | – | – | 19 ml |
Trypsin (5 mg/ml stock, -20°C) | Sigma | T9201 | 1 ml |
Table 4. Solution T for CGN preparation
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
Solution C | – | – | 3.2 ml |
Solution B | – | – | 16.8 ml |
Table 5. Solution W for CGN preparation
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
Deoxyribonuclease (DNase, 500 U per 0.5 ml stock, -20°C) | Sigma | D5025 | 0.5 ml |
MgSO4· 7H2O | Sigma | M2773 | 1.5 mM |
Solution B | – | – | 10 ml |
Soybean trypsin inhibitor (SBTI, 0.5 mg per 0.5 ml stock, -20°C) | Sigma | T9003 | 0.5 ml |
Table 6. Solution C for CGN preparation
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma | A4503 | 4% |
Earle’s Balanced Salt Solution (EBSS) | Gibco | 24010 | 10 ml |
MgSO4· 7H2O | Sigma | M2773 | 3 mM |
Table 7. EBSS Solution for CGN preparation
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
Cytosine β-D-arabinofuranoside (Ara-C) * | Sigma | C1768 | 10 μM |
Foetal Bovine Serum | Gibco | 10106 | 10 % |
D-Glucose | Sigma | G5767 | 30 mM |
L-Glutamine | Sigma | G3126 | 2 mM |
KCl | Sigma | P5405 | 25 mM |
Minimal Essential Medium (MEM) | Gibco | 21090 | 500 ml |
Penicillin (P)/Streptomycin (S) | Gibco | 15140 | 100 U/ml (P), 100 μg/ml (S) |
*Ara-C should be added to medium from 1 DIV onwards
Table 8. Culture Media for CGN preparation
Name | Version | Company |
---|---|---|
AxioVision Rel. | 4.8 | Carl Zeiss |
ImageJ | 1.42q | National Institutes of Health |
Microsoft Excel | 2003 | Microsoft |
Table 9. Specific computer software used
Name | Company | Catalogue no. | Concentration |
---|---|---|---|
CaCl2 · 2H2O | Sigma | C7902 | 1.3 mM |
Glucose | Sigma | G5767 | 5 mM |
KCl | Sigma | P5405 | 3.5 mM |
KH2PO4 | Sigma | P9791 | 0.4 mM |
MgCl2·6H2O | Sigma | M0250 | 1.2 mM |
NaCl | Fluka | 71378 | 170 mM |
NaHCO3 | Fluka | 71627 | 5 mM |
Na2SO4 | BDH Laboratory Supplies | 10264 | 1.2 mM |
TES | Sigma | T1375 | 20 mM |
Table 10. Saline Solution (pH 7.4)