Summary

透明ゼブラフィッシュ胚における腫瘍異種移植解析のための簡便、迅速、効果的な方法

Published: July 12, 2024
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Summary

透明ゼブラフィッシュ胚の卵黄への異種移植のプロトコルについて、シンプルで迅速な病期分類法によって最適化されています。注射後の解析には、生存率と、フローサイトメトリーによる異種移植細胞の疾患負荷の評価が含まれます。

Abstract

腫瘍の挙動に関するin vivo研究は、がん研究の定番です。しかし、マウスの使用には、コストと時間の面で大きな課題があります。ここでは、ゼブラフィッシュの幼生を移植モデルとして紹介しますが、これはマウスモデルに比べて取り扱いの容易さ、低コスト、実験期間の短縮など、多くの利点があります。さらに、幼虫期には適応免疫系がないため、免疫不全株を作製して使用する必要がなくなります。ゼブラフィッシュの胚における異種移植のための確立されたプロトコルが存在しますが、ここでは、より迅速な移植のための胚の病期分類、生存分析、および疾患負荷を評価するためのフローサイトメトリーの使用を含む改善された方法を紹介します。胚は、幼虫の卵黄への迅速な細胞注入と、注入された細胞ボーラスの一貫性を監視するための細胞マーキングを容易にするためにステージングされます。注射後、胚生存分析は注射後7日まで評価されます(dpi)。最後に、転写された細胞を蛍光タンパク質で標識し、フローサイトメトリーで解析することにより、疾患負荷も評価されます。フローサイトメトリーは、ゼブラフィッシュの胚から細胞懸濁液を調製する標準化された方法によって可能になり、ゼブラフィッシュ細胞の初代培養の確立にも使用できる可能性があります。要約すると、ここで説明する手順により、研究群あたりの動物数が多いin vivoでの腫瘍細胞の挙動をより迅速に、より費用対効果の高い方法で評価できます。

Introduction

in vivoでの遺伝子改変または薬物治療に応答した腫瘍の挙動の解析は、がん研究の重要な要素である1,2,3,4。このような研究は、ほとんどの場合、免疫不全マウス(Mus musculus)モデルの使用を伴います5。しかし、マウスでの異種移植研究は、限られた容量、長期にわたる期間、多額の費用、および内部腫瘍の進行を監視するための高度な画像装置の必要性など、多くの点で制限されています6,7。対照的に、ゼブラフィッシュモデル(Danio rerio)は、より大きな容量、より短い期間、より低い費用を可能にし、そしてその透明性により、疾患の進行を簡単に監視することができます8,9

ゼブラフィッシュは、子宮外で発生し、繁殖力が高い、よく発達した脊椎動物モデルシステムであり、個々のメスは100個以上の胚を産生します10。また、ゼブラフィッシュの胚は透明であるため、レポーターなどの蛍光関連技術を用いて発生過程を容易に可視化することができます。最後に、重要な発生過程の保存は、移植された悪性細胞の挙動を含む多くの種類の研究にとって理想的なモデルとなる11,12。野生型のゼブラフィッシュの胚はメラノサイトを発達させ、生後2週間までに光学的に不透明になりますが、これはキャスパーの胚(roya9;MITFAW2)は、生涯を通じて透明なままです13。その光学特性により、キャスパーゼブラフィッシュは移植された腫瘍細胞14,15,16の理想的なレシピエントです。ゼブラフィッシュへの腫瘍細胞の異種移植は、過去20年間で重要性を増しています17,18,19,20,21。ゼブラフィッシュの胚は自然免疫を持っています。しかし、幼虫期には適応免疫がないため、機能的に免疫不全になり、移植された腫瘍異種移植片の効果的な宿主として機能することができます22

ゼブラフィッシュの胚だけでなく、多くの異なる変数23,24,25,26,27を考慮した成体における腫瘍生着のためのプロトコルが開発されています。これらは、卵黄、ビテリン周囲腔、心臓、およびさまざまな発生段階におけるゼブラフィッシュの腫瘍沈着の多数の部位を調査してきました16,28。ゼブラフィッシュのゼノグラフトの水産養殖の周囲温度も重要で、ゼブラフィッシュの飼育は通常28°Cで行われ、哺乳類の細胞は37°Cで増殖します。 したがって、魚が許容しながら腫瘍の成長をサポートする妥協的な温度を採用する必要があり、34°Cは両方の目標を達成するように見えます29。異種移植後の腫瘍の挙動と進行の分析は、もう一つの主要な焦点領域であり、これには、生存分析30だけでなく、さまざまな画像診断法の使用が含まれます。ゼブラフィッシュモデルの主な利点の1つは、腫瘍の挙動に関するin vivo研究に計り知れない統計的検出力を提供するために、多数の研究動物を利用できることです。しかし、以前のアプローチでは、注射のための面倒な取り付け手順が必要なため、この可能性は大幅に制限されていました。

ここでは、透明な キャスパー ゼブラフィッシュ系統を使用して、高スループットと注入品質のモニタリングを可能にする、胚をステージングするためのシンプルで迅速な方法を開発することで、この制限に対処します。これは、受精後2日(dpf)に キャスパー ゼブラフィッシュ胚の卵黄嚢に異種移植片を注入することを伴う。異種移植後の胚の生存を腫瘍挙動解析の一環として観察します。さらに、異種移植後の疾患負荷の評価を、シングルセル懸濁液を作製し、フローサイトメトリーで解析する方法を示します(図1)。

Protocol

ゼブラフィッシュの維持管理、給餌、および飼育は、記載されているように、28.5°Cの標準的な水産養殖条件下で行われました31。ゼブラフィッシュ関連の実験はすべてこの温度で行われました。しかし、異種移植後、動物実験期間中、動物実験時間は、施設動物管理および使用委員会(IACUC)によって承認された手順に従って、動物を34°Cで培養しました。 <…

Representative Results

異種移植図1には、胚産生から生存率による疾患進行の評価、フローサイトメトリーによる疾患負荷解析まで、実験と解析の全体像が示されています。このアプローチにより、異種移植の再現性とスケーラビリティを向上させるいくつかの改善がもたらされるだけでなく、疾患の負担を評価する新しい方法が追加されます。これらの実験の成功は、移植さ…

Discussion

ゼブラフィッシュの異種移植は、マウス研究に代わる迅速で堅牢で費用対効果の高い方法として浮上しています12。ゼブラフィッシュの異種移植にはいくつかのアプローチが報告されていますが、私たちの適応は大幅な改善をもたらしました。これらの改善は、手技に関するパラメータを標準化することに加えて、腫瘍注射の実施速度を加速することに特に焦点を当ててい?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作業は、NIHの助成金R37AI110985とP30CA006927、ペンシルベニア州、白血病リンパ腫協会、およびビショップ基金からの予算によって支援されました。この研究は、Fox Chaseの中核施設であるCell Culture、Flow Cytometry、Laboratory Animal施設からも支援を受けました。FCCCのゼブラフィッシュとマイクロインジェクション施設を維持してくださったJennifer Rhodes博士に感謝します。

Materials

1-phenyl 2-thiourea (PTU) Sigma P7629
70 micron cell strainer Corning  CLS431751-50EA
90 mm Petri dish Thermo Fisher Scientific S43565
Agarose Apex bioresearch 20-102GP
APC APC anti-mouse CD45.2 Antibody Biolegend 109814
BD FACSymphony A5 Cell Analyzer BD Biosciences BD FACSymphony A5
calibration capillaries Sigma  P1424-1PAK
Cell tracker CM-dil dye Invitrogen C7001
Collageanse IV Gibco 17104019
Dumont forceps number 55 Fine science tools 11255-20
FBS Corning  35-015-CV
Fluorescence microscope Nikon model SMZ1500
Glass capillaries (Borosilicate) World precision instruments 1B100-4
HBSS Corning  21-023-CV
Helix NP Blue Biolegend 425305
Instant Ocean Sea Salt Instant ocean SS15-10
Light microscope Nikon model SMZ1000
Methylene blue Sigma M9140-100G
Microloader (long tips for laoding cells) eppendorf 930001007
P1000 micropipette puller Sutter instruments model P-97
PM 1000 cell microinjector MicroData Instruments, Inc. (MDI) PM1000
Tricaine methanesulphate (Ethyl 3- aminobenzoate methanesulphate) Sigma E10521-10G
Trypsin-EDTA (0.5%), no phenol red Gibco 15400054
Zebrafish adult irradiated diet (dry feed) Zeigler 388763

References

  1. Sharma, G., Goyal, Y., Bhatia, S. Handbook of Animal Models and its Uses in Cancer Research. Preclinical Animal Models of Cancer: Applications and Limitations. , (2022).
  2. Singhal, S. S., et al. Recent advancement in breast cancer research: Insights from model organisms-Mouse models to zebrafish. Cancers. 15 (11), 2961 (2023).
  3. Liu, Y., et al. Patient-derived xenograft models in cancer therapy: technologies and applications. Signal Transduction and Targeted Therapy. 8 (1), 160 (2023).
  4. Fuochi, S., Galligioni, V. Disease Animal Models for Cancer Research. Cancer Cell Culture: Methods and Protocols. , (2023).
  5. Shaw, T. J., Senterman, M. K., Dawson, K., Crane, C. A., Vanderhyden, B. C. Characterization of intraperitoneal, orthotopic, and metastatic xenograft models of human ovarian cancer. Mol Ther. 10 (6), 1032-1042 (2004).
  6. Deroose, C. M., et al. Multimodality imaging of tumor xenografts and metastases in mice with combined small-animal PET, small-animal CT, and bioluminescence imaging. J Nucl Med. 48 (2), 295-303 (2007).
  7. Zeng, M., et al. Generation, evolution, interfering factors, applications, and challenges of patient-derived xenograft models in immunodeficient mice. Cancer Cell Int. 23 (1), 120 (2023).
  8. Adhish, M., Manjubala, I. Effectiveness of zebrafish models in understanding human diseases-A review of models. Heliyon. 9 (3), e14557 (2023).
  9. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as a mainstream model for in vivo systems pharmacology and toxicology. Ann Rev Pharmacol Toxicol. 63, 43-64 (2023).
  10. Choe, S. -. K., Kim, C. -. H. Zebrafish: A powerful model for genetics and genomics. Int J Mol Sci. 24 (9), 8169 (2023).
  11. White, R., Rose, K., Zon, L. Zebrafish cancer: the state of the art and the path forward. Nat Rev Cancer. 13 (9), 624-636 (2013).
  12. Al-Hamaly, M. A., Turner, L. T., Rivera-Martinez, A., Rodriguez, A., Blackburn, J. S. Zebrafish cancer avatars: A translational platform for analyzing tumor heterogeneity and predicting patient outcomes. Int J Mol Sci. 24 (3), 2288 (2023).
  13. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2 (2), 183-189 (2008).
  14. Hill, D., Chen, L., Snaar-Jagalska, E., Chaudhry, B. Embryonic zebrafish xenograft assay of human cancer metastasis. F1000Res. 7, 1682 (2018).
  15. Corkery, D. P., Dellaire, G., Berman, J. N. Leukaemia xenotransplantation in zebrafish–chemotherapy response assay in vivo. Br J Haematol. 153 (6), 786-789 (2011).
  16. Lin, J., et al. A clinically relevant in vivo zebrafish model of human multiple myeloma to study preclinical therapeutic efficacy. Blood. 128 (2), 249-252 (2016).
  17. Grissenberger, S., et al. High-content drug screening in zebrafish xenografts reveals high efficacy of dual MCL-1/BCL-XL inhibition against Ewing sarcoma. Cancer Lett. 554, 216028 (2023).
  18. Baxi, D. Zebrafish: A Versatile Animal Model to Study Tumorigenesis Process and Effective Preclinical Drug Screening for Human Cancer Research. Handbook of Animal Models and its Uses in Cancer Research. , (2022).
  19. Li, X., Li, M. The application of zebrafish patient-derived xenograft tumor models in the development of antitumor agents. Med Res Rev. 43 (1), 212-236 (2023).
  20. Yin, J., et al. Zebrafish patient-derived xenograft model as a preclinical platform for uveal melanoma drug discovery. Pharmaceuticals. 16 (4), 598 (2023).
  21. Nakayama, J., Makinoshima, H., Gong, Z. In vivo drug screening to identify anti-metastatic drugs in Twist1a-ER(T2) transgenic zebrafish. Bio Protoc. 13 (10), e4673-e4673 (2023).
  22. Lam, S., Chua, H., Gong, Z., Lam, T., Sin, Y. Development and maturation of the immune system in zebrafish, Danio rerio: a gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Dev Comp Immunol. 28 (1), 9-28 (2004).
  23. Nicoli, S., Presta, M. The zebrafish/tumor xenograft angiogenesis assay. Nat Protoc. 2 (11), 2918-2923 (2007).
  24. Casey, M. J., et al. Transplantation of zebrafish pediatric brain tumors into immune-competent hosts for long-term study of tumor cell behavior and drug response. J Vis Exp. (123), e55712 (2017).
  25. Soh, G. H., Kögler, A. C., Müller, P. A simple and effective transplantation device for zebrafish embryos. J Vis Exp. (174), e62767 (2021).
  26. Martinez-Lopez, M., Póvoa, V., Fior, R. Generation of zebrafish larval xenografts and tumor behavior analysis. J Vis Exp. (172), e62373 (2021).
  27. Ren, J., Liu, S., Cui, C., Ten Dijke, P. Invasive behavior of human breast cancer cells in embryonic zebrafish. J Vis Exp. (122), e55459 (2017).
  28. Zhao, C., et al. A novel xenograft model in zebrafish for high-resolution investigating dynamics of neovascularization in tumors. PloS One. 6 (7), e21768 (2011).
  29. Cabezas-Sáinz, P., Pensado-López, A., Sáinz Jr, B., Sánchez, L. Modeling cancer using zebrafish xenografts: drawbacks for mimicking the human microenvironment. Cells. 9 (9), 1978 (2020).
  30. Haraoka, Y., Akieda, Y., Ishitani, T. Live-imaging analyses using small fish models reveal new mechanisms that regulate primary tumorigenesis. Yakugaku Zasshi. 139 (5), 733-741 (2019).
  31. Westerfield, M. . The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). , (2000).
  32. Rao, S., et al. Inactivation of ribosomal protein L22 promotes transformation by induction of the stemness factor, Lin28B. Blood. 120 (18), 3764-3773 (2012).
  33. Goel, M. K., Khanna, P., Kishore, J. Understanding survival analysis: Kaplan-Meier estimate. Int J Ayurveda Res. 1 (4), 274-278 (2010).
  34. Usai, A., Di Franco, G., Gabellini, C., Morelli, L., Raffa, V. Establishment of zebrafish patient-derived xenografts from pancreatic cancer for chemosensitivity testing. J Vis Exp. (195), e63744 (2023).
  35. Murali Shankar, N., et al. Preclinical assessment of CAR-NK cell-mediated killing efficacy and pharmacokinetics in a rapid zebrafish xenograft model of metastatic breast cancer. Front Immunol. 14, 1254821 (2023).
  36. Takahi, M., et al. Xenograft of human pluripotent stem cell-derived cardiac lineage cells on zebrafish embryo heart. Biochem Biophys Res Commun. 674, 190-198 (2023).
  37. Rudner, L. A., et al. Shared acquired genomic changes in zebrafish and human T-ALL. Oncogene. 30 (41), 4289-4296 (2011).
  38. Regan, J. L., et al. RNA sequencing of long-term label-retaining colon cancer stem cells identifies novel regulators of quiescence. iScience. 24 (6), 102618 (2021).

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Verma, M., Rhodes, M., Shinton, S., Wiest, D. L. A Simple, Rapid, and Effective Method for Tumor Xenotransplantation Analysis in Transparent Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (209), e66164, doi:10.3791/66164 (2024).

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