Настоящий протокол описывает мышиную модель абляции адренергической иннервации путем идентификации и резекции верхнего шейного ганглия.
Все больше данных свидетельствуют о том, что симпатическая нервная система играет важную роль в прогрессировании рака. Адренергическая иннервация регулирует секрецию слюнных желез, циркадный ритм, дегенерацию желтого пятна, иммунную функцию и физиологию сердца. Мышиная хирургическая симпатэктомия – это метод изучения эффектов адренергической иннервации, позволяющий проводить полную, одностороннюю адренергическую абляцию, избегая при этом необходимости повторного фармакологического вмешательства и связанных с ним побочных эффектов. Тем не менее, хирургическая симпатэктомия у мышей технически сложна из-за небольшого размера верхнего шейного ганглия. В этом исследовании описывается хирургическая техника для надежной идентификации и резекции верхнего шейного ганглия для абляции симпатической нервной системы. Успешная идентификация и удаление ганглия подтверждаются визуализацией флуоресцентных симпатических ганглиев с использованием трансгенной мыши, выявлением пострезекционного синдрома Горнера, окрашиванием на адренергические маркеры в резецированных ганглиях и наблюдением сниженной адренергической иммунофлюоресценции в органах-мишенях после симпатэктомии. Эта модель позволяет в будущем изучать прогрессирование рака, а также другие физиологические процессы, регулируемые симпатической нервной системой.
Многочисленные исследования показали, что нервы в микроокружении опухоли играют активную роль в поддержке прогрессирования опухоли. Было показано, что абляция адренергических симпатических нервов нарушает развитие и диссеминацию опухоли при раке предстательной железы и желудка in vivo 1,2,3, в то время как фармакологическая блокада адренергических рецепторов ингибирует рост опухоли при раке головы и шеи4. Вовлечение симпатической нервной системы также было описано при прогрессировании карциномы поджелудочной, шейной и базальноклеточной карциномы 5,6,7.
В симпатической нервной системе верхний шейный ганглий (SCG) является единственным ганглием симпатического ствола, который иннервирует голову. SCG регулирует различные физиологические функции, такие как секреция слюны и циркадный ритм, и непосредственно иннервирует шейные лимфатические узлы 8,9,10. SCG также участвует в патологических процессах, таких как дегенерация желтого пятна11 и прогрессирование расслоения аорты12. Кроме того, сообщалось, что резекция SCG усугубляет острое повреждение почек, вызванное ишемической реперфузией13, а также изменяет микробиоту кишечника у крыс14.
Полная абляция SCG на мышиной модели представляет собой ценный экспериментальный метод для исследования рака и вегетативной нервной системы. В то время как во многих исследованиях использовалась фармакологическая блокада адренергических рецепторовв качестве адренергической абляции 15,16,17,18,19,20, хирургическая резекция позволяет провести полную, одностороннюю адренергическую абляцию, избегая при этом необходимости повторного фармакологического вмешательства и связанных с ним побочных эффектов 21,22,23.
Хирургическая резекция SCG была описана у крыс24, и в большинстве отчетов, изучающих эффект верхней шейной ганглионэктомии (SCGx), использовалась модель крыс. По сравнению с моделью на крысах, SCGx технически более сложен для мышей из-за небольшого размера SCG. Тем не менее, с мышами сравнительно легче обращаться, они более экономичны и более поддаются генетическим манипуляциям. Garcia et al. были одними из первых, кто сообщил о SCGx у мышей, и было обнаружено, что он влияет на высвобождение инсулина25. Совсем недавно Ziegler et al. описали SCGx у мышей на основе опубликованной методики, описанной на крысах24,26. В этой и других статьях описывается метод, при котором сначала идентифицируется и рассекается общая сонная артерия (КЦА), а затем удаляется СКГ из бифуркации ССА 21,22,27,28. В данной статье описана менее инвазивная и более безопасная методика на мышах, которая позволяет избежать рассечения КЦА, тем самым минимизируя самое серьезное осложнение этой процедуры – кровотечение из травмы КЦА.
Этот протокол описывает мышиную модель для хирургической односторонней абляции входа SCG. Эта методика позволяет изучать эффекты адренергической иннервации в различных условиях. Кроме того, резецированный симпатический ганглий также может быть выращен в 3D-культуре матригеля для эксп?…
The authors have nothing to disclose.
Q. W. был поддержан NIH T32CA009685. R. J. W. был поддержан NIH R01CA219534. Основные объекты Мемориального онкологического центра имени Слоуна-Кеттеринга были поддержаны Национальным институтом здравоохранения P30CA008748.
Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
Dissecting Microscope | |||
Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
Fine Scissors – ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |