מודל עכבר כריתה אורתוטופי של סרטן הלבלב
Summary
בהקשר הקליני, חולים עם סרטן הלבלב מקומי יעברו כריתת לבלב ואחריו טיפול אדג’ובנטי. פרוטוקול זה שדווח כאן נועד לבסס שיטה בטוחה ויעילה של מידול תרחיש קליני זה בעכברים עירומים, באמצעות השתלה אורתוטופית של סרטן הלבלב ואחריו כריתת לבלב דיסטלית וכריתת טבור.
Abstract
קיים מחסור במודלים משביעי רצון של בעלי חיים לחקר טיפול אדג’ובנטי ו/או ניאו-ג’ובנטי בחולים הנחשבים לניתוח של סרטן הלבלב (PC). כדי לטפל במחסור זה, אנו מתארים מודל העכבר מעורבים השתלה אורתוטופית של המחשב ואחריו כריתת לבלב דיסטלי ו splenectomy. המודל הוכח כבטוח וגמיש כראוי לחקר גישות טיפוליות שונות בהגדרות אדג’ובנטיות וניאו-אדג’ובנטיות.
במודל זה, גידול בלבלב נוצר לראשונה על ידי השתלת תערובת של תאים סרטניים בלבלב האנושי (לוציפראז מתויג AsPC-1) וסרטן האדם הקשורים תאים כוכבי הלבלב לתוך הלבלב הדיסטלי של עכברי עירום Balb/c אתימי. לאחר שלושה שבועות, הסרטן הוא resected על ידי לפרוטומיה מחדש, כריתת לבלב דיסטלי ו splenectomy. במודל זה, הדמיה bioluminescence ניתן להשתמש כדי לעקוב אחר ההתקדמות של התפתחות סרטן והשפעות של כריתה / טיפולים. לאחר כריתה, ניתן לתת טיפול אדג’ובנטי. לחלופין, ניתן לתת טיפול ניאואדג’ובנטי לפני כריתה.
מוצגים נתונים מייצגים מ-45 עכברים. כל העכברים עברו כריתת לבלב דיסטלית מוצלחת / כריתת טבור ללא בעיות של עצירת דימום. שולי לבלב פרוקסימליים מקרוסקופיים הגדולים מ- 5 מ”מ הושגו ב- 43 (96%) עכברים. שיעור ההצלחה הטכנית של כריתת הלבלב היה 100%, עם 0% תמותה מוקדמת ותחלואה. אף אחת מהחיות לא מתה במהלך השבוע שלאחר כריתה.
לסיכום, אנו מתארים טכניקה חזקה הניתנת לשחזור עבור מודל כריתה כירורגית של סרטן הלבלב בעכברים המחקה את התרחיש הקליני. המודל עשוי להיות שימושי עבור בדיקות של טיפולים אדג’ובנטיים ו neoadjuvant.
Introduction
אדנוקרצינומה צינורית הלבלב (סרטן הלבלב [PC]) קשורה פרוגנוזה עניים1. כריתה כירורגית נשאר הטיפול רק פוטנציאל מרפא עבור PC ויש לשקול עבור חולים המציגים עם מחלה בשלב מוקדם. למרבה הצער, אפילו עם כריתת R0 (כלומר, שולי כריתה ללא גידול), שיעור הישנות (מקומי או ממחלה גרורתית שלא זוהתה) הוא גבוה2,3. לכן, טיפול אדג’ובנטי מערכתי מצוין כמעט בכל החולים שעוברים כריתה4. יתר על כן, בעוד טיפול neoadjuvant מומלץ כעת רק עבור סרטן גבולי resectable, האינדיקציות שלה מתרחבים כך השימוש השגרתי שלה הוא המוקד של מחקר קליני רב5,6,7,8. על מנת לפתח גישות טיפוליות חדשניות עבור מחשב מעורב כריתה, גישות אלה צריך להיות מוערך תחילה במודלים פרה קליניים כי במדויק recapitulate הגדרות קליניות.
דגמי עכבר אורתוטופיים של PC שימשו לעתיםקרובותבעבר כדי לבדוק טיפולים תרופתיים 9,10. רבים מהם יוצרו על ידי הזרקת תאים סרטניים לבד לתוך הלבלב העכבר, וכתוצאה מכך גידולים חסרים סטרומה בולטת האופיינית למחשב. לאחרונה, מודלים אורתוטופיים בהזרקה משותפת, כגון זה שפיתחנו לראשונה על ידי הזרקת תערובת של מחשב אנושי ותאי כוכבי לבלב אנושיים (PSCs, היצרנים העיקריים של סטרומה קולגנית במחשב), נכנסו לשימוש קבוע11,12. הגידולים המיוצרים על ידי הזרקה משותפת כזו של סרטן ותאי סטרומה מציגים (i) הן את האלמנטים הסרטניים והן את המרכיב הסטרומלי האופייני (desmoplastic) של המחשב, ו – (ii) התפשטות תאים סרטניים משופרת גרורות11. לכן, מודל זה דומה מאוד למחשב אנושי. בעוד מספר מודלים כריתה של מחשב אורתוטופי תוארו13,14,15,16, אף אחד לא שיקף את המציאות הקלינית של כריתת הלבלב בבני אדם מדויק כמו מודל זה, ולכן היו suboptimal לבדיקת טיפולים אדג’ובנטי או neoadjuvant.
המטרות של מודל העכבר שהוצגו היו להדגים כיצד: (i) בהצלחה להשתיל סרטן הלבלב אורתוטופי תוך מזעור הפצה צפק בשוגג ו (ii) לאחר מכן לחלוטין resect הסרטן. הנייר מדגיש טיפים ומלכודות פוטנציאליות של טכניקה זו.
Protocol
Representative Results
Discussion
דגם עכבר אורתוטופי כריתה של סרטן הלבלב חשוב כי זה מאפשר בדיקה של טיפולים אדג’ובנטיים neoadjuvant. זה חשוב במיוחד בסרטן הלבלב שבו הניתוח נשאר הטיפול היעיל ביותר, אבל קשורה לסיכון גבוה להישנות. מאמר זה מתאר שיטה אשר תייצר באופן אמין סרטן הלבלב אשר פוטנציאל לריפוי עם כריתה, שכפול התרחיש הקליני שבו n…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
המחברים קיבלו תמיכה מהקרן לסרטן הלבלב אבנר.
Materials
| Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure | |||
| AsPC-1 human pancreatic cancer cell line, luciferase tagged (luc+ gene from Promega PGL3 Basic plasmid) | American Type Culture Collection, Manassas, VA, USA | supplied by Professor Takashi Murakami, Saitama Medical University, Saitama, Japan | |
| Autoclip wound clips, 9 mm | Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW, Australia | 500346 | |
| Basic Dressing Pack | Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia | ||
| Cancer associated human pancreatic stellate cells | Pancreatic Research Group cell bank | In house cell bank | |
| Cryogenic tubes, 1.0 mL | Thermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Scoresby, VIC, Australia | 366656 | |
| Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 | Livingstone International, Mascot, NSW, | SCP15 | |
| Foetal bovine serum (FBS) | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 16000044 | |
| Gilles fine tooth forceps 12 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery | Generic | ||
| Homozygous athymic nude mice: Strain BALB/c-Fox1nu/Ausb, female | Australian Bioresources, Moss Vale, NSW, Australia | ||
| Iscove's modified Dulbecco's medium (IMDM) with 4mM L-glutamine and no phenol red | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 21056023 | |
| Jewellers forceps 11.5 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro needle holder (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro scissors (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Penicillin 10,000 U/mL, streptomycin 10,000 μg/mL | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 15140122 | |
| Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | C1049407 | |
| Portable weighing scale | Precision balances, Bradford, MA, USA | ||
| Reflex clip applier and clip remover | World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA | 500345 | |
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 with phenol red and 300 mg/L Lglutamine | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 11875085 | |
| Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Trypsin 0.05%, EDTA 0.02% | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 25300054 | For pancreatic stellate cells |
| Trypsin 0.25%, EDTA 0.02% | Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia | 25200056 | For ASPC-1 cells |
| U-100 insulin syringes, 0.5 mL with 29 G (0.33 mm) × 13 mm needle | Terumo Medical Corporation, Elkton, MD, USA | ||
| Equipment for Resection Procedure | |||
| Alm self-retaining retractor | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Autoclip wound clips 9 mm | Becton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW | 500346 | |
| Basic Dressing Pack | Multigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia | 08-559NP | |
| Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15 | Livingstone International, Mascot, NSW, | SCP15 | |
| Gilles fine tooth forceps 12 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Hand-held high temperature fine tip cautery | Bovie Medical Corporation, Melville, NY, USA | AA01 | |
| Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recovery | Generic | ||
| IVIS Lumina II Bioluminescent Imaging Device | Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA, USA | ||
| Jewellers forceps 11.5 cm | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro needle holder (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Micro scissors (round handle) 15 cm straight | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needle | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | C1049407 | |
| Portable weighing scale | Precision balances, Bradford, MA, USA | ||
| Reflex wound clip applier and clip remover | World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA | 500345 | |
| Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tip | Generic stainless steel microsurgical instrument set | ||
| Titanium “Weck style” Ligaclip, small | HZMIM, Hangzhou, China | ||
| Titanium Ligaclip applier for open surgery, small | HZMIM, Hangzhou, China | ||
| Volatile anaesthetic machine, including vapouriser and induction chamber | Generic | Generic vapouriser and induction chamber | |
| Drugs for Procedures | |||
| 70% w/w ethanol solution | Sigma-Aldrich Pty Ltd, Castle Hill, NSW, Australia | Applied topically as surgical skin preparation | |
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 0.05 mg/kg s.c. | |
| D-Luciferin (1 U/g) | PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, USA | 122799 | diluted in PBS to 15 mg/mL. Dose: 150 mg/kg i.p |
| Enrofloxacin 50 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 5 mg/kg s.c. | |
| Flunixin 50 mg/mL | Norbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, Australia | Dose: 2.5 mg/kg s.c. | |
| Isoflurane | Zoetis Australia Pty Ltd., Rhodes, NSW, Australia | Dose (vapourised with oxygen): 4% induction, 3% maintenance | |
| Ketamine 100 mg/mL | Maylab, Slacks Creek, QLD, Australia | Dose: 80 mg/kg i.p. | |
| Povidone-Iodine 10% w/v solution | Perrigo Australia, Balcatta, WA, Australia | RIO00802F | Applied topically to the anterior abdomen as surgical skin preparation |
| Refresh eye ointment (liquid paraffin 42.5% w/w, soft white paraffin 57.3% w/w) | Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, Australia | Applied to both eyes | |
| Sodium chloride 0.9% w/v | Braun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia | 9481P | Dose: 900 μL s.c. |
| Water for injections BP | Pfizer Australia, Sydney, NSW, Australia | For dilution of drugs | |
| Xylazine 20 mg/mL | Troy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, Australia | Dose: 10 mg/kg i.p. |
References
- . SEER Cancer Statistics Review, 1975-2015, National Cancer Institute Available from: https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/ (2018)
- Sugiura, T., et al. Margin status, recurrence pattern, and prognosis after resection of pancreatic cancer. Surgery. 154 (5), 1078-1086 (2013).
- Hishinuma, S., et al. Patterns of recurrence after curative resection of pancreatic cancer, based on autopsy findings. Journal of Gastrointestinal Surgery. 10 (4), 511-518 (2006).
- NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology – Pancreatic Adenocarcinoma (Version 3.2019). National Comprehensive Cancer Network Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019)
- Breslin, T. M., et al. Neoadjuvant chemoradiotherapy for adenocarcinoma of the pancreas: treatment variables and survival duration. Annals of Surgical Oncology. 8 (2), 123-132 (2001).
- Mokdad, A. A., et al. Neoadjuvant Therapy Followed by Resection Versus Upfront Resection for Resectable Pancreatic Cancer: A Propensity Score Matched Analysis. Journal of Clinical Oncology. 35 (5), 515-522 (2017).
- Tachezy, M., et al. Sequential neoadjuvant chemoradiotherapy (CRT) followed by curative surgery vs. primary surgery alone for resectable, non-metastasized pancreatic adenocarcinoma: NEOPA- a randomized multicenter phase III study (NCT01900327, DRKS00003893, ISRCTN82191749). BMC Cancer. 14, 411 (2014).
- Barbour, A. P., et al. The AGITG GAP Study: A Phase II Study of Perioperative Gemcitabine and Nab-Paclitaxel for Resectable Pancreas Cancer. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
- Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (12), 5645-5649 (1992).
- Marincola, F., Taylor-Edwards, C., Drucker, B., Holder, W. D. Orthotopic and heterotopic xenotransplantation of human pancreatic cancer in nude mice. Current Surgery. 44 (4), 294-297 (1987).
- Vonlaufen, A., et al. Pancreatic stellate cells: partners in crime with pancreatic cancer cells. Cancer Research. 68 (7), 2085-2093 (2008).
- Xu, Z., et al. Role of pancreatic stellate cells in pancreatic cancer metastasis. American Journal of Pathology. 177 (5), 2585-2596 (2010).
- Tepel, J., et al. Adjuvant treatment of pancreatic carcinoma in a clinically adapted mouse resection model. Pancreatology. 6 (3), 240-247 (2006).
- Torgenson, M. J., et al. Natural history of pancreatic cancer recurrence following “curative” resection in athymic mice. Journal Surgical Research. 149 (1), 57-61 (2008).
- Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery allows for more complete resection of pancreatic cancer, resulting in longer disease-free survival compared with standard surgery in orthotopic mouse models. Journal of the American College of Surgeons. 215 (1), 126-135 (2012).
- Ni, X., Yang, J., Li, M. Imaging-guided curative surgical resection of pancreatic cancer in a xenograft mouse model. Cancer Letters. 324 (2), 179-185 (2012).
- Hiroshima, Y., et al. Hand-held high-resolution fluorescence imaging system for fluorescence-guided surgery of patient and cell-line pancreatic tumors growing orthotopically in nude mice. Journal of Surgical Research. 187 (2), 510-517 (2014).
- Hiroshima, Y., et al. Metastatic recurrence in a pancreatic cancer patient derived orthotopic xenograft (PDOX) nude mouse model is inhibited by neoadjuvant chemotherapy in combination with fluorescence-guided surgery with an anti-CA 19-9-conjugated fluorophore. PLoS One. 9 (12), 114310 (2014).
- Hiroshima, Y., et al. Fluorescence-guided surgery in combination with UVC irradiation cures metastatic human pancreatic cancer in orthotopic mouse models. PLoS One. 9 (6), 99977 (2014).
- Metildi, C. A., et al. Ratiometric activatable cell-penetrating peptides label pancreatic cancer, enabling fluorescence-guided surgery, which reduces metastases and recurrence in orthotopic mouse models. Annals of Surgical Oncology. 22 (6), 2082-2087 (2015).
- Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery with a fluorophore-conjugated antibody to carcinoembryonic antigen (CEA), that highlights the tumor, improves surgical resection and increases survival in orthotopic mouse models of human pancreatic cancer. Annals of Surgical Oncology. 21 (4), 1405-1411 (2014).
- NCCN Guidelines: Pancreatic Adenocarcinoma. National Comprehensive Cancer Network Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019)
- Maithel, S. K., Allen, P. J., Jarnagin, W. R. . Blumgart’s Surgery of the Liver, Biliary Tract and Pancreas, 2-Volume Set (Sixth Edition). , 1007-1023 (2017).
- Egberts, J. H., et al. Dexamethasone reduces tumor recurrence and metastasis after pancreatic tumor resection in SCID mice. Cancer Biology & Therapy. 7 (7), 1044-1050 (2008).
- Xu, Z. H., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway in advanced pancreatic cancer: a key element of treatment that limits primary tumor growth and eliminates metastasis. British Journal of Cancer. , (2020).
- Pothula, S. P., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway: stromal remodelling in pancreatic cancer. Oncotarget. 8 (44), 76722-76739 (2017).
- Pothula, S. P., et al. Hepatocyte growth factor inhibition: a novel therapeutic approach in pancreatic cancer. British Journal of Cancer. 114 (3), 269-280 (2016).
- Giri, B., et al. An Immunocompetent Model of Pancreatic Cancer Resection and Recurrence. Journal of Gastrointestinal Surgery. , (2020).
- Allen, V. B., Gurusamy, K. S., Takwoingi, Y., Kalia, A., Davidson, B. R. Diagnostic accuracy of laparoscopy following computed tomography (CT) scanning for assessing the resectability with curative intent in pancreatic and periampullary cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. (11), 009323 (2013).
- Vaillant, F., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. Jekyll or Hyde: does Matrigel provide a more or less physiological environment in mammary repopulating assays. Breast Cancer Research. 13 (3), 108 (2011).
- Jesnowski, R., et al. Immortalization of pancreatic stellate cells as an in vitro model of pancreatic fibrosis: deactivation is induced by matrigel and N-acetylcysteine. Laboratory Investigation. 85 (10), 1276-1291 (2005).
- Phillips, P. A., et al. Cell migration: a novel aspect of pancreatic stellate cell biology. Gut. 52 (5), 677-682 (2003).
- Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
- Egberts, J. H., et al. Superiority of extended neoadjuvant chemotherapy with gemcitabine in pancreatic cancer: a comparative analysis in a clinically adapted orthotopic xenotransplantation model in SCID beige mice. Cancer Biology & Therapy. 6 (8), 1227-1232 (2007).
