Ce protocole présente un flux de travail pour la visualisation sous-mm 2D de multiples espèces inorganiques de nutriments labiles et de soluté contaminants à l’aide de gradients diffusifs dans les couches minces (DGT) combinés à l’imagerie par spectrométrie de masse. L’échantillonnage soluté et l’analyse chimique à haute résolution sont décrits en détail pour la cartographie quantitative des solutés dans la rhizosphère des plantes terrestres.
Nous décrivons une méthode de visualisation et de quantification bidimensionnelles (2D) de la distribution des espèces de soluté inorganique (p. ex., P, Fe, Mn) et contaminantes (p. ex., espèces de soluté As, Cd, Pb) dans le sol adjacentes aux racines végétales (la rhizosphère) à une résolution spatiale inférieure à 100 μm. La méthode combine l’échantillonnage soluté basé sur l’évier par les gradients diffusifs dans la technique des couches minces (DGT) avec l’analyse chimique spatialement résolue par ablation au laser couplée inductivement spectrométrie de masse plasmatique (LA-ICP-MS). La technique DGT est basée sur des hydrogels minces avec des phases de liaison analyte sélectives réparties de manière homogène. La variété des phases de liaison disponibles permet la préparation de différents types de gel DGT suivant des procédures simples de fabrication de gel. Pour le déploiement du gel DGT dans la rhizosphère, les plantes sont cultivées dans des contenants de croissance plats et transparents (rhizotrons), ce qui permet un accès invasif minimal à un système racinaire cultivé dans le sol. Après une période de pré-croissance, les gels DGT sont appliqués à certaines régions d’intérêt pour l’échantillonnage in situ de soluté dans la rhizosphère. Par la suite, les gels DGT sont récupérés et préparés pour une analyse chimique ultérieure des solutés liés à l’aide de l’imagerie par balayage en ligne LA-ICP-MS. L’application de la normalisation interne à l’aide de 13C et de l’étalonnage externe à l’aide de normes de gel appariées par matrice permet en outre la quantification des flux solutés 2D. Cette méthode est unique dans sa capacité à générer des images 2D quantitatives à l’échelle submm de flux solutés multi-éléments dans les environnements sol-plantes, dépassant considérablement la résolution spatiale réalisable d’autres méthodes de mesure des gradients solutés dans la rhizosphère. Nous présentons l’application et l’évaluation de la méthode d’imagerie de multiples espèces de soluté cationique et anionique dans la rhizosphère des plantes terrestres et soulignons la possibilité de combiner cette méthode avec des techniques complémentaires d’imagerie soluté.
L’acquisition de nutriments par les plantes cultivées est un facteur clé dans la détermination de la productivité des cultures. Les processus régissant l’absorption efficace des nutriments par les cultures ont été étudiés intensément, en particulier les mécanismes contrôlant la disponibilité des nutriments et l’internalisation des éléments nutritifs par les racines des plantes à l’interface sol-racine, la rhizosphère, sont reconnus pour leur rôle dans l’acquisition de nutriments des cultures. Les processus importants d’absorption des éléments nutritifs des plantes comprennent : le transport des nutriments vers la racine; équilibres dynamiques de sorption entre les espèces dissoutes dans l’eau de pore du sol et les espèces liées à des surfaces solides du sol; la concurrence microbienne pour les nutriments; minéralisation microbienne des nutriments contenus dans la matière organique du sol; et l’internalisation des nutriments dans le symplasme racinaire. L’absorption de contaminants inorganiques de métaux traces (oid) est largement contrôlée par les mêmes mécanismes.
Selon la disponibilité des éléments nutritifs et des contaminants, la demande des plantes et la diffusivité du sol, des modèles nutritifs différentiels dans la rhizosphère peuvent être observés. Pour les éléments fortement sorbing avec des taux d’internalisation relativement élevés (p.g., P, Fe, Mn, Zn, As, Cd, Pb), l’épuisement de la fraction d’élément labile (c.-à-d. inversiblement adsorbed) par rapport au sol en vrac est trouvé, avec des largeurs de zone d’épuisement étant souvent ≤1 mm, tandis que pour plus d’éléments nutritifs mobiles tels que NO3–, zones d’épuisement peuvent s’étendre jusqu’à plusieurs centimètres1. En outre, l’accumulation d’éléments tels que Al et Cd a été observée lorsque la disponibilité dépasse les taux d’absorptiondes plantes 2,3.
Compte tenu de l’importance des processus rhizosphère dans le cycle des nutriments et des contaminants, plusieurs techniques de mesure de la fraction d’élément disponible dans les plantes à haute résolution spatialeont été développées 4,5. Toutefois, la mesure des distributions de soluté labile à petite échelle s’est avérée difficile pour plusieurs raisons. Une difficulté majeure est d’échantillonner de très petits volumes (faible plage de μL) de sol et/ou d’eau pore à des positions définies adjacentes aux racines vivantes des plantes pour résoudre les gradients nutritifs abrupts de la rhizosphère. Une approche pour résoudre ce problème est d’utiliser des gobelets de micro-aspiration pour l’extraction d’échantillons d’eau depore 6. Avec cette méthode, A. Göttlein, A. Heim et E. Matzner7 ont mesuré les concentrations nutritives de l’eau du sol à proximité des racines de Quercus robur L. à une résolution spatiale d’environ 1 cm. La difficulté d’analyser les volumes de μL de solution du sol ou du sol est que ces petits volumes d’échantillons, combinés aux faibles concentrations de toutes les espèces nutritives, sauf les principales, nécessitent des techniques d’analyse chimique très sensibles.
Un système alternatif, capable de résoudre les gradients nutritifs à une résolution jusqu’à ~0,5 mm, est de faire pousser un tapis racinaire à la surface d’un bloc de sol, avec une mince couche membranaire hydrophilique séparant lesol des racines 8,9. Dans cette configuration, les solutés peuvent passer à travers la membrane et les racines peuvent absorber les nutriments et les contaminants du sol tandis que les exsudats de racines peuvent se diffuser dans le sol. Après l’établissement d’une couche de racine dense, le bloc de sol peut être échantillonné et tranché pour obtenir des échantillons de sol pour l’extraction ultérieure de fractions d’éléments. De cette façon, on peut analyser les gradients unidimensionnels d’éléments nutritifs et de contaminants, en moyenne sur une superficie relativement grande (~100 cm2).
Un autre défi consiste à obtenir des échantillons de la labile, fraction d’élément disponible dans les plantes, puisque la plupart des techniques d’extraction chimique du sol fonctionnent très différemment par rapport aux mécanismes par lesquels les plantes prennent des nutriments et des contaminants. Dans de nombreux protocoles d’extraction du sol, le sol est mélangé à une solution extractif dans le but d’établir un (pseudo-)équilibre entre la fraction d’élément dissoute et sorbée. Cependant, les plantes intériorisent continuellement les nutriments et, par conséquent, épuisent souvent progressivement le sol rhizosphère. Bien que les protocoles d’extraction d’équilibre aient été largement adoptés comme tests de sol car ils sont faciles à mettre en œuvre, la fraction nutritive extraite ne représente souvent pas la fractionnutritive disponible dans les plantes bien 10,11,12,13. Les méthodes d’évier qui épuisent continuellement le sol échantillonné pour les éléments nutritifs ont été proposées comme méthodes avantageuses et peuvent mieux ressembler au mécanisme sous-jacent d’absorption des éléments nutritifs en imitant les processus d’absorptiondes racines 10,11,14,15.
En plus des méthodes décrites ci-dessus, de véritables applications d’imagerie, capables de mesurer des cartes de paramètres continus avec des résolutions ≤100 μm à travers des champs de vue de plusieurs cm2 ont été développées pour des éléments spécifiques et des paramètres (bio)chimiques du sol5. L’autoradiographie peut être utilisée pour l’image de la distribution des éléments dans la rhizosphère à condition que des radioisotopes appropriés soientdisponibles 16. Les optodes planaires permettent la visualisation de paramètres chimiques importants du sol tels que le pH et le pO217 , 18,19, et l’activité enzymatique ou la distribution totale des protéines peut être cartographiée à l’aide de techniques d’imagerie par indicateurs fluorescents tels que la zymographiedu sol 20,21,22,23 et/ou les méthodes de ballonnementdes racines 24. Alors que la zymographie et l’autoradiographie sont limitées à la mesure d’un seul paramètre à la fois, l’imagerie par pH et pO2 à l’aide d’optodes planaires peut être effectuée simultanément. Les techniques plus traditionnelles du tapis racinaire ne fournissent que des informations 1D, tandis que les micro ventouses fournissent des mesures de points ou des informations 2D à basse résolution, mais les deux approches permettent une analyse multi-éléments. Plus récemment, P. D. Ilhardt, et coll.25 ont présenté une nouvelle approche utilisant la spectroscopie induite par laser de panne (LIBS) pour cartographier les distributions totales de multi-éléments 2D à une résolution d’environ 100 μm dans les échantillons de noyau de sol-racine où la distribution d’élément naturel a été préservée par la préparation soignigneur d’échantillon.
La seule technique capable d’échantillonner en 2D de multiples solutés nutritifs et contaminants à haute résolution spatiale est les gradients diffusifs dans la technique des couches minces (DGT), une méthode d’échantillonnage basée sur l’évier qui immobilise les espèces de métaux traces labile (loid) in situ sur un matériau liant incorporé dans une couche hydrogel26,27. La DGT a été introduite comme technique de spéciation chimique pour mesurer les solutés labiles dans les sédiments et les eaux, et a rapidement été adoptée pour son utilisation dans les sols28. Il permet l’imagerie soluté multi-éléments à l’échelle submm, qui a été initialement démontrée dansun sédiment fluvial 29, et a été développé davantage pour son application dans les rhizosphèresvégétales 30,31,32,33.
Pour l’échantillonnage DGT, une feuille de gel d’une taille d’environ 3 cm x 5 cm est appliquée sur une seule racine végétale qui pousse dans la couche superficielle d’un bloc de sol, avec une membrane hydrophilique séparant le gel du sol. Pendant le temps de contact, les nutriments labiles et/ou les contaminants se diffusent vers le gel et sont immédiatement liés par le matériau liant incorporé dans le gel. De cette façon, un gradient de concentration, et donc un flux net continu vers le gel est établi et a prévalu pendant le temps d’échantillonnage. Après échantillonnage, l’hydrogel peut être enlevé et analysé à l’aide d’une technique chimique analytique permettant une analyse résolue spatialement. Une technique hautement spécialisée et fréquemment utilisée à cette fin est l’ablation au laser inductivement couplé spectrométrie de masse plasmatique (LA-ICP-MS). Dans certaines premières études, l’émission de rayons X induite par micro particule (PIXE) a également étéutilisée 29. L’échantillonnage DGT combiné à l’analyse LA-ICP-MS permet l’imagerie chimique multi-éléments à une résolution spatiale d’environ 100 μm. Si des techniques ICP-SP hautement sensibles (p. ex., le domaine du secteur ICP-MS) sont utilisées, des limites exceptionnellement faibles de détection peuvent être atteintes. Dans une étude sur l’effet du liming sur l’absorption de Zn et de Cd par lemaïs 15, nous avons pu cartographier le Cd de labile dans la rhizosphère de maïs dans le sol non contaminé avec une limite de détection de 38 pg cm-2 de Cd par zone de gel. La DGT, les optodes planaires et la zymographie reposent sur la diffusion de l’élément cible du sol en couche de gel, qui peut être exploitée pour l’application combinée de ces méthodes afin d’imager simultanément, ou consécutivement, un grand nombre de paramètres pertinents pour l’absorption des éléments nutritifs et des contaminants végétaux. Des informations détaillées sur les aspects chimiques analytiques de l’imagerie DGT, sur la possibilité de combiner la DGT et d’autres méthodes d’imagerie, et sur ses applications sont examinées en détail à l’réf.34,35.
Dans cet article, nous décrivons comment réaliser une expérience d’imagerie solutée en utilisant la technique DGT sur les racines des plantes terrestres dans un environnement de sol insaturé, y compris la culture des plantes, la fabrication de gel, l’application de gel, l’analyse de gel et la génération d’images. Toutes les étapes sont élaborées en détail, y compris des notes sur les étapes critiques et les alternatives expérimentales.
Le protocole d’imagerie soluté présenté ici est une méthode polyvalente pour visualiser et quantifier les flux 2D d’éléments nutritifs et de contaminants dans les environnements sol-plantes. Il est unique dans sa capacité à générer des images à l’échelle submm multi-éléments d’espèces de soluté labile à l’interface sol-racine, dépassant la résolution spatiale réalisable des méthodes alternatives pour mesurer les gradients solutés dans la rhizosphèreconsidérablement 4. L’approche d’échantillonnage in situ ciblée de la DGT, combinée à une méthode d’analyse chimique hautement sensible comme la LA-ICP-MS, facilite l’étude détaillée de la dynamique du flux soluté autour des racines individuelles des plantes cultivées dans le sol ou dans des substrats similaires. En raison du processus d’échantillonnage basé sur l’évier, les images obtenues reflètent la labilité des solutés visualisés, et sont donc une estimation de leur disponibilité végétale10. Bien que la mesure inhérente à la méthode des flux solutés présente des avantages considérables comme l’interprétabilité en tant que fractions nutritives disponibles pour les plantes, les mesures du flux sont beaucoup moins directes à comprendre que les mesures de la concentration d’eau de pore. La géométrie d’échantillonnage standard de la DGT dans les applications de sol en vrac (en particulier les gels de diffusion de 0,8 mm d’épaisseur utilisés dans cette configuration) permet de comparer la concentration réelle d’eau pore, csoln,et une estimation de la concentration moyenne de porewater par une mesure en vrac du DGT, cDGT, et pour l’interprétationde ces paramètres concernant la dynamique de réapprovisionnement d’une espèce de soluté. Toutefois, une telle comparaison ne peut pas être faite sur la base de l’application d’imagerie DGT avec des couches de diffusion très minces, car les valeurs dérivées cDGT sontirréalistement petites 34. Les résultats de l’imagerie DGT ne sont donc pas toujours simples et rapides à interpréter et ne sont souvent pas directement comparables aux mesures plus conventionnelles de la concentration d’eau de pore.
Lors de l’application de la méthode, quelques étapes critiques doivent être soigneusement examinées, principalement liées au remplissage et à l’arrosage des contenants de croissance rhizotron. Lors du remplissage du sol dans le rhizotron, il est très important d’éviter de trop compacter le sol, car les racines des plantes ne peuvent pas pénétrer le sol fortement compacté et la croissance des racines sera inhibée. Nous avons observé des racines en évitant le sol fortement compacté et en cultivant le long des bords intérieurs du récipient de croissance rhizotron, où le sol est généralement moins compacté. Dans ce cas, les racines individuelles situées au centre des rhizotrons, où les gels DGT peuvent être appliqués commodément, peuvent ne pas se développer du tout, inhibant efficacement l’application réussie de gel. Dans notre laboratoire, l’expérience a montré que les densités en vrac du sol sec de 1,0-1,4 g cm-3 permettent le développement des racines sans entraves. De plus, le compactage excessif du sol est également une source potentielle d’artefacts concernant la solubilité des éléments sensibles aux redox et des espèces associées à la biogéochimie. Au fur et à mesure que le volume total des pores est réduit et que la distribution du diamètre des pores est déplacée vers des diamètres inférieurs dans un sol fortement compacté, un volume de pore de plus grand diamètre rempli d’air est disponible, ce qui peut entraîner des conditions réductrices localement. Par conséquent, les oxydes MnIII/IV– et FeIII– peuvent être réduits, ce qui entraîne une augmentation des flux Mn2+ et Fe2+. La dissolution des oxydes fe, qui sont d’importants sites de sorption, par exemple pour le phosphate et les micronutriments, peut libérer des espèces sorbées et/ou coprécipitées et ainsi provoquer des flux artificiellement élevés des espèces associées à la biogéochimie. Un problème semblable peut survenir si les contenants de croissance sont trop arrosés. L’évaporation par l’intermédiaire de la petite surface du sol au sommet du récipient de croissance est faible et le sol peut rester saturé d’eau jusqu’à plusieurs semaines après la plantation, ce qui peut également causer des artefacts redox.
Une autre considération importante est la fonctionnalité chimique du gel de liaison HR-DGT fabriqué. En suivant le protocole, des gels minces avec une distribution homogène des phases de liaison sont obtenus. Si les gels ont des zones de distribution de matériaux inhomogènes (p. ex., trous dans le gel ou les agrégats des phases de liaison), ces zones doivent être enlevées ou, si elles sont trop étendues, le protocole de fabrication du gel doit être répété. S’il est préparé correctement, le gel doit être en mesure de lier les espèces cibles de soluté qui diffusent dans le gel immédiatement etquantitativement 27, qui est déterminée par la capacité de liaison gel spécifique à l’analyte. Bien que le dépassement de la capacité de gel soit moins problématique dans les sols non contaminés, il devrait être envisagé dans les sols contaminés par les métaux et les milieux salins du sol. La saturation des phases de liaison du gel nuira non seulement à l’échantillonnage quantitatif du soluté, mais entraînera également la diffusion latérale de solutés entre les phases de liaison du gel, ce qui entraînera une localisation indéfinie des entités de flux soluté à petite échelle. Ainsi, si des quantités très élevées d’espèces nutritives/contaminantes de labile sont attendues dans l’environnement du sol cible, des tests préliminaires devraient être effectués. Pour estimer les charges prévues de DGT, l’échantillonnage en vrac des pistons DGT du sol, suivi de l’élitution du gel et de l’analyse des produits chimiqueshumides, peut être appliqué 15,49. Si nécessaire, les temps de déploiement de la DGT peuvent être ajustés pour réduire le temps de contact avec le gel et ainsi éviter la saturation en gel au-dessus des seuils de capacité. Inversement, des tests préliminaires peuvent également être utiles pour identifier les temps de contact requis en gel et/ou les sensibilités LA-ICP-MS si des charges solutées très faibles sont attendues, ce qui peut être important pour cartographier les solutés des oligo-éléments aux niveaux naturels de fonddu sol 15. En outre, le bon fonctionnement du gel DGT doit être vérifié avant son application expérimentale par le chargement contrôlé de gels dans la préparation des normes d’étalonnage DGT LA-ICP-MS. La norme de gel fournit une charge d’analyte de gel de référence appariée par matrice qui peut être utilisée pour évaluer si la charge de gel d’échantillon déterminée par LA-ICP-MS se trouve dans la plage prévue. S’il n’est pas en mesure d’obtenir un signal différent du bruit de fond blanc du gaz et de la méthode, l’exploitant doit s’assurer que les procédures de laboratoire pour l’analyse des oligo-éléments ont été mises en œuvre et que toutes les étapes du protocole ont été effectuées correctement. Parfois, le gel DGT est accidentellement retourné après l’échantillonnage soluté avec le côté chargé exposé au sol face à la plaque de verre plutôt que le faisceau laser, ce qui entraîne de faibles intensités de signal et des caractéristiques retournées par erreur dans les images finales de flux soluté.
Au cours de l’analyse LA-ICP-MS, une grande quantité de données est générée, ce qui prend beaucoup de temps à évaluer. Dans notre laboratoire, nous utilisons des scripts d’évaluation de données à l’interne adaptés à notre format de sortie de données cible à l’aide d’un logiciel standard de feuille de calcul. Après le tri et l’étalonnage semi-automatisés, le traçage d’images est effectué à l’aide d’outils d’analyse d’images open source et open access (ImageJ, Fiji50). Cette approche permet un contrôle total sur le tri, l’évaluation et la présentation des données, ce qui est essentiel parce que les données collectées correspondent à des pixels rectangulaires et non quadratiques, qui doivent être correctement affichés dans les cartes solutées générées. De plus, lors du traitement des données, toute interpolation des pixels doit être soigneusement évitée. L’interpolation des pixels conduit à des gradients lissés dans les images chimiques, ce qui entraîne des caractéristiques de distribution d’éléments adoucies, souvent circulaires, et est donc une altération indésirable des données d’origine. L’interpolation des pixels est une procédure standard de re-mise à l’échelle et de re-mise en forme des opérations dans de nombreux produits logiciels de traitement d’image, mais peut être désélectionnée habituellement.
En conclusion, la méthode décrite est un progrès significatif pour comprendre la dynamique des nutriments et des contaminants dans les systèmes naturels sol-rhizosphère-plantes. En plus des applications DGT uniquement, la méthode peut être combinée avec d’autres techniques d’imagerie basées sur la diffusion comme les optodes planaires3,33,42,43,48,51 et la zymographie20,21,22,23,24, et peut être développée davantage pour inclure des éléments supplémentaires et des paramètres du sol.
The authors have nothing to disclose.
Cette étude a été cofinancée par le Fonds autrichien pour la science (FWF): P30085-N28 (Thomas Prohaska) et le Fonds autrichien pour la science (FWF) et l’Etat fédéral de Basse-Autriche: P27571-BBL (Jakob Santner).
(NH4)2S2O8 (ammonium persulfate; APS) | VWR | 21300.260 | ≥98.0%, analytical reagent |
2-(N-morpholino)-ethanesulfonic acid (MES) | Sigma-Aldrich | M8250-100G | ≥99.5% |
Acrylamide solution | Sigma-Aldrich | A4058-100ML | 40%, for electrophoresis |
Analyte salts | n/a | n/a | Use water soluble analyte salts of analytical grade or higher |
Buechner funnel | VWR | 511-0065 | 13 cm plate diameter |
Chemical equilibrium modelling software | KTH Sweden | n/a | Visual MINTEQ |
Clamp | Local warehouse | n/a | |
Desktop publishing software | Adobe Inc. | n/a | InDesign CS6 |
DGT cross-linker | DGT Research Ltd | n/a | 2%, agarose derivative |
DGT piston sampler | DGT Research Ltd | n/a | 2 cm diameter exposure window |
Digital single-lens reflex (DSLR) camera | Canon Inc. | n/a | Canon EOS 1000D |
Dispersion device | IKA | 3737000 | Ultra-Turrax T10 Basic |
Double-sided adhesive tape | Tesa | 56171 | |
Ethanol | Sigma-Aldrich | 34923 | Puriss. p.a., absolute, ≥99.8% |
Gel blotting paper | Whatman | 10426981 | Blotting Papers, Grade GB005, 20 × 20 cm, 1.5 mm thickness |
Gel drier | UniEquip | n/a | UNIGELDRYER 3545 |
High-pressure microwave system | Anton Paar | n/a | Multiwave 3000 |
HNO3 | VWR | 1.00456.2500P | 65%, ISO for analysis |
Horizontal shaker | GFL | 305 | |
HydroMed D4 | AdvanSource Biomaterials Corp. | n/a | Ether-based hydrophilic urethane |
ICP-MS software | Perkin Elmer | n/a | Syngistix |
Image analysis software | National Institutes of Health (NIH) | n/a | ImageJ Fiji, freely available at https://fiji.sc/ |
Knife-coating device | BYK | 5561 | Single Bar 6″, 0.5 mils |
LA software | Elemental Scientific Lasers | n/a | ActiveView |
LA system | Elemental Scientific Lasers | n/a | NWR193 |
Laminar flow bench | Telstar Laboratory Equipment B.V. | n/a | Class II biological safety cabinet |
Magnetic stirrer | IKA | 0003582400 | C-MAG MS 7 |
Moisture-retaining film | Bemis Company, Inc. | PM999 | Parafilm M, 4" x 250' |
N,N,N’,N’-tetramethylethylenediamine (TEMED) | Sigma-Aldrich | T9281-50ML | BioReagent, suitable for electrophoresis, ~99% |
NaNO3 | Sigma-Aldrich | 229938-10G | 99.995% trace metals basis |
NaOH | Sigma-Aldrich | 1064980500 | Pellets for analysis |
Overhead shaker | GFL | 3040 | |
Perfluoroalkoxy alkane (PFA) vials | Savillex | 200-015-20 | 15 mL Standard Vial, Rounded Interior |
pH meter | Thermo Scientific | 13-644-928 | Orion 3-Star Benchtop pH Meter |
pH probe | Thermo Scientific | 8157BNUMD | Orion ROSS Ultra pH/ATC Triode |
Plastic cutter | DGT Research Ltd | n/a | Use empty cross-linker vials from DGT research Ltd |
Plastic tweezers | Semadeni | 602 | |
Plasticine | Local stationary shop | n/a | non-drying plastic modelling mass based on paraffin wax and bulking agents |
Polycarbonate membrane discs | Whatman | 110606 | Nuclepore Hydrophilic Membrane, 25 mm diameter, 0.2 µm pore size, 10 µm thickness |
Polycarbonate membrane sheet | Whatman | 113506 | Nuclepore Hydrophilic Membrane, 8 × 10 in, 0.2 µm pore size, 10 µm thickness |
Polyethersulfone membrane discs | Pall Corporation | 60172 | Supor 450 Membrane Disc Filters, 25 mm diameter, 0.45 µm pore size, 0.14 mm thickness |
Polyethersulfone membrane sheet | Pall Corporation | 60179 | Supor 450 Membrane Disc Filters, 293 mm diameter, 0.45 µm pore size, 0.14 mm thickness |
PTFE foil | Haberkorn | n/a | 50 µm thickness |
PTFE spacer | Haberkorn | n/a | Variable thicknesses available |
PTFE-coated razor blades | Personna GEM | 62-0178 | Stainless steel single edge blades (coated) |
PTFE-coated Tygon tubing | S-prep GmbH | SP8180 | 0.32 cm inner diameter |
Quadrupole ICP-MS | Perkin Elmer | N8150044 | NexION 2000B |
Quantitative filter paper, 454 | VWR | 516-0854 | Particle retention 12-15 µm |
Spreadsheet software | Microsoft Corporation | n/a | Microsoft Excel 2016 (v16.0) |
Stainless-steel cutter | Local locksmithery | n/a | 2.5 cm diameter |
Suspended particulate reagent-iminodiacetate (SPR-IDA) | Teledyne CETAC Technologies | n/a | 10 µm diameter polystyrene beads, 10 % (w/v) bead suspension |
Transistor-transistor logic (TTL) cable | n/a | n/a | Consult ICP-MS technician to identify a suitable TTL cable for a specific instrument |
Two-volume cell | Elemental Scientific Lasers | n/a | Two-volume cell 1 |
Vinyl electrical tape | 3M | n/a | Scotch Super 33+ |
Water purification system | Termo Electron LED GmbH | n/a | TKA-GenPure |
ZrOCl2 × 8H2O | Alfa Aesar | 86108.30 | 99.9 %, metals basis |