Summary

באמצעות מודלי דג זברה של נגיף שפעת A האדם למסך תרופות אנטי ולאפיין מארח תגובות תא חיסון

Published: January 20, 2017
doi:

Summary

Systemic and localized zebrafish infection models for human influenza A virus are demonstrated. Using a systemic infection model, zebrafish can be used to screen antiviral drugs. Using a localized infection model, zebrafish can be used to characterize host immune cell responses.

Abstract

Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare burden. The principle strategy to curtail infections is yearly vaccination. In individuals who have contracted influenza, antiviral drugs can mitigate symptoms. There is a clear and unmet need to develop alternative strategies to combat influenza. Several animal models have been created to model host-influenza interactions. Here, protocols for generating zebrafish models for systemic and localized human influenza A virus (IAV) infection are described. Using a systemic IAV infection model, small molecules with potential antiviral activity can be screened. As a proof-of-principle, a protocol that demonstrates the efficacy of the antiviral drug Zanamivir in IAV-infected zebrafish is described. It shows how disease phenotypes can be quantified to score the relative efficacy of potential antivirals in IAV-infected zebrafish. In recent years, there has been increased appreciation for the critical role neutrophils play in the human host response to influenza infection. The zebrafish has proven to be an indispensable model for the study of neutrophil biology, with direct impacts on human medicine. A protocol to generate a localized IAV infection in the Tg(mpx:mCherry) zebrafish line to study neutrophil biology in the context of a localized viral infection is described. Neutrophil recruitment to localized infection sites provides an additional quantifiable phenotype for assessing experimental manipulations that may have therapeutic applications. Both zebrafish protocols described faithfully recapitulate aspects of human IAV infection. The zebrafish model possesses numerous inherent advantages, including high fecundity, optical clarity, amenability to drug screening, and availability of transgenic lines, including those in which immune cells such as neutrophils are labeled with fluorescent proteins. The protocols detailed here exploit these advantages and have the potential to reveal critical insights into host-IAV interactions that may ultimately translate into the clinic.

Introduction

על פי ארגון הבריאות העולמי (WHO), נגיפי שפעת להדביק 5-10% של מבוגרים 20-30% מהילדים בשנה ולגרום 3-5 מיליון מקרים של מחלה חמורה עד 500,000 מקרי מוות ברחבי העולם 1. חיסונים נגד שפעת שנתיים להישאר האפשרות הטובה ביותר כדי למנוע מחלות. מאמצים מהסוג תוכנית הפעולה העולמי WHO גדלו השימוש בחיסון העונתי, קיבולת ייצור החיסון, ומחקר ופיתוח לתוך אסטרטגיות חיסון חזקה יותר על מנת להפחית את התחלואה והתמותה הקשורים התפרצויות שפעת עונתית 2. תרופות אנטי-ויראליות כמו מעכבי נורמינידאז (למשל Zanamivir ו Oseltamivir) זמינות במדינות מסוימות ו הוכיחו יעיל בתסמינים מקילות, כאשר מנוהלות בתוך 48 שעות מהופעה 3 הראשונות, 4, 5. למרות מאמצים הגלובליים, הכלה של שפעת עונתית outbreaks עדיין מהווה אתגר עצום בשלב זה, כפי להיסחף אנטיגני וירוס שפעת לעיתים קרובות עולה היכולות הנוכחיות להסתגל הגנום המשתנה של הנגיף 6. אסטרטגיות חיסון מיקוד זנים של וירוס חדש יש לפתח מראש ולפעמים ניתנים פחות יעיל בצורה אופטימלית בשל שינויים בלתי צפויים סוגי זנים שבסופו של דבר שולטים מגיפת שפעת. מסיבות אלו, יש צורך ברור לפתח אסטרטגיות טיפוליות חלופיות המכיל זיהומים וצמצום תמותה. על ידי השגת הבנה טובה יותר של האינטראקציה המאכסנת-הווירוס, זה עשוי להיות אפשרי לפתח תרופות נגד שפעת חדשות וטיפולים אדג'ובנט 7, 8.

מארח השפעת האנושית וירוס (IAV) אינטראקציה מורכבת. במודלים של בעלי חיים כמה הידבקות בני אדם IAV פותחו על מנת לקבל תובנות לגבי האינטראקציה מאכסן-וירוס, including עכברים, שרקנים, חולדות כותנה, אוגרים, חמוסים, ואת קופי 9. תוך מתן מידע חשוב שיפרו את הבנת הדינמיקה מאכסן IAV, כל אורגניזם מודל בעל חסרונות משמעותיים כי יש לקחת בחשבון כאשר מנסים לתרגם את הממצאים רפואת האדם. לדוגמה, עכברים, שהן המודל הנפוץ ביותר, לא בקלות לפתח סימפטומים IAV הנגרמת זיהום כאשר נגוע בשפעת אדם מבודד 9. הסיבה לכך היא כי עכברים חסרי הכמיהות הטבעיות לשפעת אדם מבודדות מאז תאי אפיתל העכבר להביע α-2,3 קשרי חומצת sialic במקום α-2,6 קשרי חומצת sialic הביעו על תאים אנושיים אפיתל 10. חלבוני hemagglutinin נוכח אדם IAV מבודדים לאגד לטובה וזן תאי מארחי נושאות α-2,6 קשרי חומצת sialic באמצעות אנדוציטוזה מתווך קולטן 9, 11, </sעד> 12, 13. כתוצאה מכך, הוא היום מקובל בפיתוח מודלי עכבר לשפעת אדם, יש להקפיד על מנת לשייך את המתח המתאים של עכבר עם הזן המתאים של שפעת על מנת להשיג פנוטיפים מחלה כי לשחזר היבטים של המחלה האנושית. לעומת זאת, תאי אפיתל דרכי הנשימה העליונות של חמוסים להחזיק α-2,6 קשרי חומצת sialic דומות 14 תאים אנושיים. חמוסים אינפקטד לשתף רבות מהתכונות פתולוגיים וקליניים שנצפתה מחלות אנושיות, כולל פתוגניות ויכולת ההעברה של נגיפי שפעת אנושית העופות 14, 15. הם גם מאוד מקובלים ניסוייים יעילות חיסון. עם זאת, המודל החמוס לשפעת אדם יש מספר חסרונות הקשורים בעיקר גודלן ועלות הגידול בעלי שהופכים רכישת סטטיסטית מובהקתנתוני צביעות מאתגרים. בנוסף, חמוסים הפגינו בעבר בדלים הפרמקוקינטיקה סמים, זמינות ביולוגית, ורעילות שהופכים יעילות בדיקות קשות. לדוגמה, חמוסים להפגין רעילות amantadine מעכב ערוץ יון M2 16. לפיכך, ברור כי בבחירה במודל חיה בחקר שאלות על זיהומי אדם IAV, חשוב לשקול יתרונות הטבועים בו ומגבלות, וההיבט של האינטראקציה מאכסן-הווירוס כי הוא תחת חקירה.

דג הזברה, Danio rerio, הוא במודל חיה המספק הזדמנויות ייחודיות לחקר זיהום מיקרוביאלי, לארח תגובה חיסונית, וטיפולים תרופתיים פוטנציאל 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, <sup class = "Xref"> 24, 25, 26, 27, 28. הנוכחות של α-2,6 צמודות חומצות sialic על פני השטח של תאי דג הזברה הציעה הרגישות שלו IAV, אשר היה מובל החוצה במחקרי זיהום צלם in vivo באמצעות זן כתב ניאון של IAV 19. בשנת דג הזברה IAV נגועים, ביטוי מוגבר של תמלילי ifnphi1 ו MXA אנטי הצביעו על כך תגובה חיסונית מולדת היה מגורה, ואת הפתולוגיה שהפגינו דג הזברה IAV נגועים, כולל בצקת והרס רקמות, היה דומה לזה שנצפה זיהומים שפעת אנושית . יתר על כן, התמותה המוגבלת אנטי נורמינידאז IAV מעכב Zanamivir ו שכפול נגיפי מופחת של דג זברה 19.

בדו"ח זה, פרוטוקול לייזום מערכתic IAV זיהומים עוברי דג הזברה מתואר. שימוש Zanamivir במינונים רלוונטיים קליני בתור הוכחה של עיקרון, השירות של מודל דג זברת IAV זיהום בתרכובת הקרנה לפעילות אנטי מודגם. בנוסף, פרוטוקול להפקה מקומית, דלקת IAV אפיתל של דג הזברה לשחות שלפוחית שתן, איבר נחשב מבחינה אנטומית והן מבחינה תפקודית מקביל הריאה היונקת 21, 29, 30, 31, מתואר. שימוש זה מודל זיהום מקומי IAV, גיוס נויטרופילים לאתר של זיהום יכול להיות במעקב, המאפשר חקירות לתוך התפקיד של ביולוגיה נויטרופילים זיהום ודלקת IAV. מודלי דג זברה אלה משלימים במודלים של בעלי חיים קיימים של זיהומי אדם IAV והם שימושיים במיוחד לבדיקת מולקולות קטנות ותגובות תא חיסון בשל האפשרות של ים משופרכוח tatistical, יכולת בינונית מבחני תפוקה גבוהה, ואת היכולות לעקוב אחר התנהגות התא החיסונית ותפקוד עם מיקרוסקופ אור.

Protocol

כל העבודה צריכה להתבצע באמצעות biosafety ברמה 2 (או BSL2) סטנדרטים המתוארים על-ידי המרכז האמריקאי לבקרת מחלות (CDC) ובהתאם להוראות שנקבעו על ידי טיפול בבעלי חיים מוסדיים ועדות שימוש (IACUC). אנא להתייעץ עם הגורמים המתאימים על מנת להבטיח בטיחות ותאימות. <p class="jove_title" style=";text-align:right…

Representative Results

הנה, נתונים המראים כיצד מערכתי זיהום IAV דג הזברה יכול לשמש כדי לבדוק את יעילות תרופה (איור 1 א) הנם מסופקים. עובר ב 48 שעות לאחר הפריה מוזרקת עם APR8 (1C הדמוי, 1F), X-31 (1D הדמוי, 1G), או שהם ns1-GFP (איורי 1H-ט 1) דרך הצינור של קיביה ל…

Discussion

כדי למקסם את היתרונות זכו משימוש חיה קטנה מודל אינטראקציות מארח הפתוגן אנושיים, חשוב לנסח שאלות מחקר ושערות בדיקה כי לנצל את היתרונות טמונים במערכת המודל. כמודל הידבקות בני אדם IAV, דג הזברה יש מספר חוזקות, כוללים פוריות גבוהה, בהירות אופטית, amenability כדי הקרנת סמים, וזמי?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors wish to thank Mark Nilan for zebrafish care and maintenance and Meghan Breitbach and Deborah Bouchard for propagating NS1-GFP and determining IAV titers. This research was supported by NIGMS grant NIH P20GM103534 and the Maine Agricultural and Forest Experiment Station (Publication Number 3493).

Materials

Instant Ocean Spectrum Brands SS15-10
100 x 25 mm sterile disposable Petri dishes  VWR  89107-632
Transfer pipettes  Fisherbrand 13-711-7M
Tricaine- S (MS-222) Western Chemical
Borosilicate glass capillary with filament  Sutter Instrument  BF120-69-10
Flaming/Brown micropipette puller  Sutter Instrument  P-97
Agarose Lonza 50004
Zanamivir AK Scientific G939
Dumont #5 forceps  Electron Microscopy Sciences 72700-D
Microloader tips Eppendorf 930001007
Microscope immersion oil Olympus IMMOIL-F30CC
Microscope stage calibration slide  AmScope MR095
MPPI-3 pressure injector  Applied Scientific Instrumentation
Stereo microscope Olympus SZ61
Back pressure unit Applied Scientific Instrumentation BPU
Micropipette holder kit Applied Scientific Instrumentation MPIP
Foot switch Applied Scientific Instrumentation FSW
Micromanipulator Applied Scientific Instrumentation MM33
Magnetic base Applied Scientific Instrumentation Magnetic Base
Phenol red  Sigma-Aldrich  P-4758
Low temperature incubator VWR 2020
SteREO Discovery.V12 Zeiss
Illuminator Zeiss HXP 200C
Cold light source Zeiss  CL6000 LED
Glass-bottom multiwell plate, 24 well Mattek P24G-0-13-F
Confocal microscope Olympus IX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system
Fluoview software Olympus
Prism v6 GraphPad
Influenza A/PR/8/34 (H1N1) virus  Charles River  490710
Influenza A X-31, A/Aichi/68 (H3N2)  Charles River  490715
Influenza NS1-GFP Referenced in Manicassamy et al. 2010
Tg(mpx:mCherry) Referenced in Lam et al. 2013

References

  1. De Clercq, E. Antiviral agents active against influenza A viruses. Nat Rev Drug Discov. 5 (12), 1015-1025 (2006).
  2. von Itzstein, M. The war against influenza: discovery and development of sialidase inhibitors. Nat Rev Drug Discov. 6 (12), 967-974 (2007).
  3. Fiore, A. E., et al. Antiviral Agents for the Treatment and Chemoprophylaxis of Influenza. Centers for Disease Control and Prevention. , 1-26 (2011).
  4. Krammer, F., Palese, P. Advances in the development of influenza virus vaccines. Nat Rev Drug Discov. 14 (3), 167-182 (2015).
  5. Ren, H., Zhou, P. Epitope-focused vaccine design against influenza A and B viruses. Curr Opin Immunol. 42, 83-90 (2016).
  6. Webster, R. G., Govorkova, E. A. Continuing challenges in influenza. Ann N Y Acad Sci. 1323, 115-139 (2014).
  7. Bouvier, N. M., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
  8. Ibricevic, A., et al. Influenza virus receptor specificity and cell tropism in mouse and human airway epithelial cells. J Virol. 80 (15), 7469-7480 (2006).
  9. Skehel, J. J., Wiley, D. C. RECEPTOR BINDING AND MEMBRANE FUSION IN VIRUS ENTRY: The Influenza Hemagglutinin. Annu Rev Biochem. 69 (1), 531 (2000).
  10. Rust, M. J., Lakadamyali, M., Zhang, F., Zhuang, X. Assembly of endocytic machinery around individual influenza viruses during viral entry. Nat Struct Mol Biol. 11 (6), 567-573 (2004).
  11. Stencel-Baerenwald, J. E., Reiss, K., Reiter, D. M., Stehle, T., Dermody, T. S. The sweet spot: defining virus-sialic acid interactions. Nature Rev Microbiol. 12 (11), 739-749 (2014).
  12. Herlocher, M. L., et al. Ferrets as a Transmission Model for Influenza: Sequence Changes in HA1 of Type A (H3N2) Virus. J Infect Dis. 184 (5), 542-546 (2001).
  13. Belser, J. A., Katz, J. M., Tumpey, T. M. The ferret as a model organism to study influenza A virus infection. Dis Model Mech. 4 (5), 575-579 (2011).
  14. Cochran, K. W., Maassab, H. F., Tsunoda, A., Berlin, B. S. Studies on the antiviral activity of amantadine hydrochloride. Ann N Y Acad Sci. 130 (1), 432-439 (1965).
  15. de Oliveira, S., Boudinot, P., Calado, A., Mulero, V. Duox1-derived H2O2 modulates Cxcl8 expression and neutrophil recruitment via JNK/c-JUN/AP-1 signaling and chromatin modifications. J Immunol. 194 (4), 1523-1533 (2015).
  16. de Oliveira, S., et al. Cxcl8 (IL-8) mediates neutrophil recruitment and behavior in the zebrafish inflammatory response. J Immunol. 190 (8), 4349-4359 (2013).
  17. Gabor, K. A., et al. Influenza A virus infection in zebrafish recapitulates mammalian infection and sensitivity to anti-influenza drug treatment. Dis Model Mech. 7 (11), 1227-1237 (2014).
  18. Galani, I. E., Andreakos, E. Neutrophils in viral infections: Current concepts and caveats. J Leukoc Biol. 98 (4), 557-564 (2015).
  19. Gratacap, R. L., Rawls, J. F., Wheeler, R. T. Mucosal candidiasis elicits NF-kappaB activation, proinflammatory gene expression and localized neutrophilia in zebrafish. Dis Model Mech. 6 (5), 1260-1270 (2013).
  20. Henry, K. M., Loynes, C. A., Whyte, M. K., Renshaw, S. A. Zebrafish as a model for the study of neutrophil biology. J Leukoc Biol. 94 (4), 633-642 (2013).
  21. Mathias, J. R., et al. Live imaging of chronic inflammation caused by mutation of zebrafish Hai1. J Cell Sci. 120 (19), 3372-3383 (2007).
  22. Shelef, M. A., Tauzin, S., Huttenlocher, A. Neutrophil migration: moving from zebrafish models to human autoimmunity. Immunol Rev. 256 (1), 269-281 (2013).
  23. Walters, K. B., Green, J. M., Surfus, J. C., Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Live imaging of neutrophil motility in a zebrafish model of WHIM syndrome. Blood. 116 (15), 2803-2811 (2010).
  24. Yoo, S. K., et al. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Dev Cell. 18 (2), 226-236 (2010).
  25. Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Spatiotemporal photolabeling of neutrophil trafficking during inflammation in live zebrafish. J Leukoc Biol. 89 (5), 661-667 (2011).
  26. Yoo, S. K., et al. The role of microtubules in neutrophil polarity and migration in live zebrafish. J Cell Sci. 125 (23), 5702-5710 (2012).
  27. Winata, C. L., et al. Development of zebrafish swimbladder: The requirement of Hedgehog signaling in specification and organization of the three tissue layers. Dev Biol. 331 (2), 222-236 (2009).
  28. Perry, S. F., Wilson, R. J., Straus, C., Harris, M. B., Remmers, J. E. Which came first, the lung or the breath?. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 129 (1), 37-47 (2001).
  29. Gratacap, R. L., Bergeron, A. C., Wheeler, R. T. Modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection. J Vis Exp. (93), e52182 (2014).
  30. Adatto, I., Lawrence, C., Thompson, M., Zon, L. I. A New System for the Rapid Collection of Large Numbers of Developmentally Staged Zebrafish Embryos. PLoS ONE. 6 (6), e21715 (2011).
  31. Manicassamy, B., et al. Analysis of in vivo dynamics of influenza virus infection in mice using a GFP reporter virus. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (25), 11531-11536 (2010).
  32. Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): a review. Aquaculture. 269 (1), 1-20 (2007).
  33. Lam, P. -. y., Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Heat Shock Modulates Neutrophil Motility in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (12), e84436 (2013).
  34. Shelton, M. J., et al. Zanamivir pharmacokinetics and pulmonary penetration into epithelial lining fluid following intravenous or oral inhaled administration to healthy adult subjects. Antimicrob Agents Chemother. 55 (11), 5178-5184 (2011).
  35. Sullivan, C., Kim, C. H. Zebrafish as a model for infectious disease and immune function. Fish Shellfish Immunol. 25 (4), 341-350 (2008).
  36. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  37. Brandes, M., Klauschen, F., Kuchen, S., Germain, R. N. A systems analysis identifies a feedforward inflammatory circuit leading to lethal influenza infection. Cell. 154 (1), 197-212 (2013).
  38. Narasaraju, T., et al. Excessive neutrophils and neutrophil extracellular traps contribute to acute lung injury of influenza pneumonitis. Am J Pathol. 179 (1), 199-210 (2011).
  39. Pillai, P. S., et al. Mx1 reveals innate pathways to antiviral resistance and lethal influenza disease. Science. 352 (6284), 463-466 (2016).
  40. Stifter, S. A., et al. Functional Interplay between Type I and II Interferons Is Essential to Limit Influenza A Virus-Induced Tissue Inflammation. PLoS Pathog. 12 (1), e1005378 (2016).
  41. Vlahos, R., Stambas, J., Selemidis, S. Suppressing production of reactive oxygen species (ROS) for influenza A virus therapy. Trends Pharmacol Sci. 33 (1), 3-8 (2012).
  42. Palic, D., Andreasen, C. B., Ostojic, J., Tell, R. M., Roth, J. A. Zebrafish (Danio rerio) whole kidney assays to measure neutrophil extracellular trap release and degranulation of primary granules. J Immunol Methods. 319 (1-2), 87-97 (2007).
  43. Renshaw, S. A., et al. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  44. Mathias, J. R., et al. Characterization of zebrafish larval inflammatory macrophages. Dev Comp Immunol. 33 (11), 1212-1217 (2009).
  45. Pase, L., et al. Neutrophil-delivered myeloperoxidase dampens the hydrogen peroxide burst after tissue wounding in zebrafish. Curr Biol. 22 (19), 1818-1824 (2012).
  46. Drescher, B., Bai, F. Neutrophil in viral infections, friend or foe?. Virus Res. 171 (1), 1-7 (2013).
  47. Iwasaki, A., Pillai, P. S. Innate immunity to influenza virus infection. Nat Rev Immunol. 14 (5), 315-328 (2014).
  48. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat Rev Immunol. 13 (3), 159-175 (2013).
  49. Summers, C., et al. Neutrophil kinetics in health and disease. Trends Immunol. 31 (8), 318-324 (2010).
  50. Tate, M. D., Brooks, A. G., Reading, P. C. The role of neutrophils in the upper and lower respiratory tract during influenza virus infection of mice. Respir Res. 9, 57 (2008).
  51. Tate, M. D., et al. Neutrophils ameliorate lung injury and the development of severe disease during influenza infection. J Immunol. 183 (11), 7441-7450 (2009).
  52. Tumpey, T. M., et al. Pathogenicity of influenza viruses with genes from the 1918 pandemic virus: functional roles of alveolar macrophages and neutrophils in limiting virus replication and mortality in mice. J Virol. 79 (23), 14933-14944 (2005).
  53. Wheeler, J. G., Winkler, L. S., Seeds, M., Bass, D., Abramson, J. S. Influenza A virus alters structural and biochemical functions of the neutrophil cytoskeleton. J Leukoc Biol. 47 (4), 332-343 (1990).
  54. de Oliveira, S., et al. Cxcl8-l1 and Cxcl8-l2 are required in the zebrafish defense against Salmonella Typhimurium. Dev Comp Immunol. 49 (1), 44-48 (2015).
  55. Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Neutrophils in host defense: new insights from zebrafish. J Leukoc Biol. 98 (4), 523-537 (2015).

Play Video

Cite This Article
Sullivan, C., Jurcyzszak, D., Goody, M. F., Gabor, K. A., Longfellow, J. R., Millard, P. J., Kim, C. H. Using Zebrafish Models of Human Influenza A Virus Infections to Screen Antiviral Drugs and Characterize Host Immune Cell Responses. J. Vis. Exp. (119), e55235, doi:10.3791/55235 (2017).

View Video