Ici, nous offrons un moyen facile, peu coûteuse et efficace protocole temps pour fixer chimiquement le tissu cérébral des primates avec acroléine fixatif, permettant la conservation à long terme qui est compatible avec l'immunohistochimie pré-enrobage pour la microscopie électronique à transmission.
En dépit de toutes les avancées technologiques au niveau de la microscopie optique, la microscopie électronique reste le seul outil en neurosciences pour examiner et caractériser les détails ultrastructuraux et morphologiques des neurones, tels que des contacts synaptiques. Une bonne conservation du tissu cérébral pour la microscopie électronique peut être obtenu par des procédés cryo-fixation rigoureux, mais ces techniques sont plutôt coûteuses et limiter l'utilisation de immunomarquage, ce qui est crucial pour comprendre la connectivité des systèmes neuronaux identifiés. méthodes gel de substitution ont été mis au point pour permettre la combinaison de cryo-fixation avec immunomarquage. Cependant, la reproductibilité de ces approches méthodologiques repose généralement sur des dispositifs de congélation coûteux. De plus, l'obtention de résultats fiables avec cette technique est très consommatrice en temps et compétences difficiles. Par conséquent, le cerveau traditionnel chimiquement fixe, en particulier avec l'acroléine fixatif, reste un temps efficace et méthode peu coûteuse pour combiner électroniquemicroscopie avec immunohistochimie. Ici, nous fournissons un protocole expérimental fiable en utilisant la fixation d'acroléine chimique qui conduit à la préservation du tissu cérébral des primates et est compatible avec immunohistochimie pré-enrobage et de transmission examen au microscope électronique.
La microscopie optique, y compris la microscopie confocale et à deux photons, est avérée être un outil efficace pour l' étude in vivo des processus neuronaux, entre autres 1, 2. Bien que la résolution spatiale typique au niveau de lumière microscopique (LM) est d' environ 200 nm, les progrès technologiques récents utilisant différentes sources de lumière, telles que l' ultraviolet extrême et la microscopie à rayons X mous, ont notablement augmenté cette résolution à une résolution spatiale de près de 10 nm 3 , 4, 5. D' autres avancées technologiques dans l' imagerie comprennent l' imagerie par résonance magnétique combinés avec l' histologie et de fournir un nouveau procédé pour mesurer l'épaisseur de la gaine de myéline in vivo, un paramètre qui est traditionnellement mesurable seulement au niveau de microscopie électronique (EM) 6, 7. although ces progrès au niveau des LM fournissent un excellent outil pour l'étude des processus vivants, une vue détaillée et la caractérisation des structures, telles que les contacts synaptiques, ne peuvent être atteints avec EM, qui offre une résolution qui peut atteindre 0,5 nm. Cependant, l'observation au niveau EM exige que les spécimens morts et modifié à certains égards, avec fixateurs chimiques et des procédés de déshydratation, afin de préserver la cytoarchitecture. Ainsi, l' examen d' échantillons biologiques à haute résolution peut être difficile en raison de dégâts d'irradiation du faisceau d'électrons, un faible contraste, les écarts de structure des membranes, ou même la présence d'artefacts qui peuvent se produire suite à l' incorporation déshydratation et époxy 8, 9, 10.
La préservation des spécimens dans leur forme native pour l'analyse structurelle peut être obtenue en utilisant « Cryo EM des sections vitrifiés » ou CEMOVIS, qu'une approche tronçonnageconsiste à congeler rapidement et l' incorporation de l'échantillon dans de la glace vitreuse et en examinant les sections sous le EM à une température cryogénique 11, 12. Cette procédure permet l'examen des échantillons alors qu'ils sont encore solides et totalement hydratée, éliminant ainsi les artefacts causés par des processus de déshydratation 13. Cependant, cette méthode implique des dispositifs supplémentaires pour cryo-ultramicrotomie, ainsi que des dispositifs supplémentaires sur l'EM standard, afin de permettre cette observation à des températures très basses, qui génèrent des coûts supplémentaires importants. De plus, l'approche CEMOVIS exclut l'utilisation de techniques immunomarquage, car les anticorps doivent généralement être mis en incubation à la température ambiante. Sinon, il est possible de combiner l'analyse ultrastructurale des procédures immunohistochimie en utilisant une approche gel de substitution, au cours de laquelle des échantillons fixés Cryo sont lentement décongelés tout immerged dans les produits chimiques cryo-protecteurs et sont een embarqué dans des résines spécialisées, telles que Lowicryls. Immunomarquage post-enrobage peut ensuite être effectuée sur un tel matériau 12. Cependant, le gel de substitution et de techniques de cryopréservation fixation prennent beaucoup de temps. Ils nécessitent l'installation d' un équipement supplémentaire et nécessitent encore des échantillons d'être exposés au solvant organique et un fixateur chimique qui peut altérer la cytoarchitecture, malgré l'utilisation d'une basse température 14, 15. Par conséquent, en dépit de toutes les avancées technologiques , tant au niveau LM et EM, fixation chimique du tissu cérébral, en particulier avec l' acroléine, reste un faible coût et une méthode efficace de combiner le temps immunohistochimie avec EM 16.
Au cours des dernières décennies, de nombreuses tentatives ont été faites pour trouver un mélange d'aldéhydes qui offrent la meilleure conservation des tissus. Avant les années 1960, la seule fixatif chimique qui a donné des résultats acceptables pour EM était osmium tétroxyde. Cependant, tétroxyde d'osmium est hautement toxique et coûteux, ce qui empêche son utilisation dans le système vasculaire pour réparer des organes tels que le cerveau. Acroléine a été introduit dans les années 1950 comme une méthode fiable pour la conservation des tissus animaux appropriés pour l' observation EM des structures cellulaires 17. Il pénètre dans le tissu plus profondément et réagit plus rapidement que d' autres aldéhydes lorsqu'ils sont utilisés pour la fixation par immersion et permet une bonne conservation des composants cytoplasmiques, avec un retrait minimal du tissu 17. Une telle caractéristique permet la fixation de l' acroléine un net avantage sur d' autres aldéhydes lorsqu'il est utilisé dans les tissus frais, en permettant une localisation plus précise de la vie des composés moléculaires, tels que des enzymes et d' autres protéines 18. En effet, il a été validé au fil des ans comme un moyen facile, efficace et méthode peu coûteuse de fixation pour la visualisation au niveau EM dans de nombreuses espèces, y compris les amphibiens et les rongeurs, comme efficacement Stabiliconserve une antigénicité et fournit ultrastructure relativement intact lorsqu'il est utilisé en combinaison avec un autre aldéhyde fixatif 16, 18, 19, 20, des peptides et des protéines de zes, 21. Protocoles pour la fixation d'acroléine chez les rongeurs ont depuis été normalisés et largement utilisé, en particulier par le groupe Pickel, à mettre en œuvre pour double immunomarquage EM 16, 22. Quelques groupes ont utilisé la fixation de l' acroléine dans le tissu cérébral des primates non humains 23. Cependant, à notre connaissance, il n'y a qu'un seul protocole publié décrivant efficacement la fixation chimique avec de l' acroléine chez les primates non humains qui est compatible avec EM immunomarquage 24.
Dans cet article, nous proposons une méthode simple et fiable pour résoudre efficacement chimiquement non-humun cerveau de primate avec acroléine, ce qui permet une conservation potentiellement à long terme ainsi que immunomarquage pré-enrobage et de transmission EM examen.
Dans cet article, nous présentons un protocole fiable pour la perfusion transcardiaque des primates non humains et immunohistochimie pré-enrobage approprié pour l'examen de l'échantillon EM. Bien que typique cryo-EM, comme CEMOVIS, fournit une bonne conservation des ultrastructure du cerveau, elle limite également l'utilisation de 12 immunohistochimie. D' autres techniques, y compris cryo-substitution et technique Tokuyaso, permettent immunohistochimie post-intégration, mais…
The authors have nothing to disclose.
Cette étude a été soutenue par le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG, 401848-2011 à MP). Le député a reçu une bourse de carrière du Fonds de recherche du Québec-Santé (FRQ-S). LE a été le récipiendaire d'une bourse de doctorat des FRQ-S (FRQ-S 14D 29441). Nous remercions Marie-Josée Wallman d'assistance technique.
Dibasic anhydrous sodium phosphate (Na2HPO4) | Fisher scientific | S374-500 | |
Monobasic monohydrate sodium phosphate (NaH2PO4.H2O) | EM Science | SX0710-1 | |
Sodium chloride (NaCl) | Fisher scientific | S271-3 | |
Hydroxymethyl aminomethane (THAM) | Fisher scientific | T370-500 | |
HCl | EMD | HX0603-3 | 1N dilution. Product is corrosive. Use with appropriate potection. |
NaOH | EMD | SX0590-1 | 5N dilution. Product is corrosive. Use with appropriate protection. |
Paraformaldehyde | Sigma | P6148 | 4% dilution. Product is highly volatile in its powder form and highly toxic. Use with caution under a venting hood with appropriate protection. |
Acrolein (90%) | sigma | 110221 | 3% dilution. Product is highly toxic. Use under a venting hood with appropriate protection. |
Autopsy venting table | Mopec | CE400 | |
Electronic perfusion pump | cole parmer | masterflex L/S 7523-90 | |
Needle (perfusion) | terumo | NN-1838R | 18G 1 1/2 |
Needle | terumo | NN-2713R | 21G 1/2 |
Ketamine | 20 mg/kg | ||
Xylazine | 4 mg/kg | ||
Acepromazine | 0.5 mg/kg | ||
Scalpel | |||
Scalpel blades | Feather lance | 201011 J9913 | No.22 for surgery and No. 11 for EM |
Surgical scissors | |||
Rongeurs | |||
Vibratome | Leica | VT 1200S | Calibrate blade before each use, when the device allows it |
Vibratome razor blade | Gillette | GIN 642107 | |
Glycerol | Fisher scientific | G33-4 | 30% dilution |
Ethylene glycol | Fisher scientific | E178-4 | 30% dilution |
Sodium borohydride (NaBH4) | sigma | S-9125 | |
Normal horse serum | Jackson immunoResearch Laboratories | 008-000-121 | 2% dilution |
Cold-fish gelatin | Aurion | 900.033 | 0.5% dilution. Original product is concentrated at 40% |
Primary antibody, SERT | Santa Cruz biotechnology | SC-1458 | 1/500 dilution |
Primary antibody, ChAT | Chemicon (Millipore) | AB144P | 1/25 dilution |
Primary antibody, TH | ImmunoStar | 22941 | 1/1000 dilution |
Biotinylated secondary antibody, goat | Vector laboratories | BA-9500 | 1/1000 dilution |
Biotinylated secondary antibody, mouse | Vector laboratories | BA-2000 | 1/1000 dilution |
Vectastain elite ABC kit | Vector laboratories | PK6100 | 8.8 µL/mL of A and B each |
3'3 diaminobenzidine (DAB) | Sigma | D5637 | 0,05% dilution. Product is highly volatile in its powder form and toxic. Do not throw waste in the sink. |
Peroxide (H2O2) 30% | Fisher scientific | H-323 | 0,005% dilution |
Osmium tetroxide (OsO4) | Electron microscopic science | 2% 19152 4% 19150 | Original solution can be either 2% ou 4%. Keep attention to which one is used to calculate the final 1% dilution. Product is very sensitive to light. Osmium is highly toxic. Use only under a venting hood with appropriate protection. |
Durcupan water-repellent epoxy resin | sigma | A: M epoxy resin (44611) B: hardener 964 (44612) C: accelerator 960 (DY 060) (44613) D: plasticizer (44614) | Polymerize 48h at 58 °C before throwing in waste. |
Alumium cups | Electron microscopic science | 70048-01 | |
Ethanol | commercial alcohols | 1019C | Dilute in distilled water with appropriate concentration |
Propylene oxide | Electron microscopic science | 20401 | Organic solvent. Highly volatile and toxic. Use under a venting hood. |
Non-coated medium glass slides | brain research laboratories | 3875-FR | Grease surface with mineral oil |
Plastic film (Aclar embedding film) | Electron microscopic science | 50425-25 | Grease surface with mineral oil |
Ultramicrotome | Leica UC7 | EM UC7 | |
Diamond trimming tool (ultratrim) | Diatome | UT 1081 | Can use glass knife alternatively |
Ultra 45° Diatome Diamond knife | Diatome | MC13437 | equipped with a boat |
Xylenes | Fisher scientific | X5SK-4 | |
150-mesh copper grids | Electron microscopic science | G150-cu | |
grid-box | Electron microscopic science | 71138 | Can store up to 100 grids |
Sodium citrate | Anachemia | 81983 | |
Lead nitrate | sigma | L-6258 | Make a stock solution of lead citrate made of 1.33 g of lead nitrate and 1.76g of sodium citrate diluted in 42 mL of pre-boiled and cooled distilled water to which 8 mL of 1N NaOH are added after the conversion from lead nitrate to lead citrate is complete. pH should be approximately 12. Store solution in a hermetic plastic bottle and protect from light. |
Syringe | terumo | SS-05L | 5 mL |
Syringe filter | corning | 431222 | 0.2 µm |
Absorbing paper (bibulous paper) | Electron microscopic science | 70086-1 | |
Parafilm | Laboratory film | PM-999 | |
Mineral oil | Sigma | M5904 |