Visualisierung der Herzkranzgefäße ist entscheidend für die Erweiterung der Kenntnisse über Herz-Kreislauf-Erkrankungen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zum Perfundieren murinen Koronargefäße mit einem röntgendichten Silikonkautschuk (Microfil), in Vorbereitung für die Mikro-Computertomographie (μCT) Bildgebung.
Visualisierung des Gefäßsystems wird immer wichtiger für das Verständnis von vielen verschiedenen Krankheitsstadien. Während verschiedene Techniken zum Abbilden Gefäßsystem vorhanden sind, sind einige fähig, die Blutgefäße als Ganzes zu visualisieren, während sich bis zu einer Auflösung, die den kleineren Gefäßen 1,2 umfasst. Außerdem zerstören viele Gefäßsystem Gusstechniken das umliegende Gewebe, wodurch eine weitere Analyse der Probe 5.3. Eine Methode, die diese Probleme umgeht ist Mikro-Computertomographie (μCT). μCT Bildgebung kann bei einer Auflösung <10 Mikron zu scannen, ist in der Lage, 3D-Rekonstruktionen des Gefäßnetz, und verlässt das Gewebe intakt für die anschließende Analyse (zB Histologie und Morphometrie) 11.06. Allerdings erfordert Bildgebung Schiffe, die von Ex-vivo-Methoden μCT dass die Gefäße mit einem röntgendichten Verbindung gefüllt werden. Als solche ist die genaue Darstellung des Gefäßsystems durch μCT Bildgebung erzeugt abhängigzuverlässige und vollständige Füllung der Gefäße. In diesem Protokoll beschreiben wir eine Technik zum Füllen Maus Herzkranzgefäße in Vorbereitung auf μCT Bildgebung.
Zwei vorherrschenden Techniken existieren zum Füllen der Koronargefäße: in vivo über Kanülierung und retrograde Perfusion der Aorta (oder eine Abzweigung des Aortenbogens) 12-14, oder ex vivo über eine Langendorff-Perfusion System 15-17. Hier beschreiben wir eine In-vivo-Methode, die Aorten-Kanülierung wurde speziell entwickelt, um sicherzustellen, Füllung aller Schiffe. Wir verwenden eine niedrige Viskosität radiopake Verbindung als Microfil die durch die kleinsten Gefäße versorgen kann, um alle Kapillaren sowie sowohl die arteriellen und venösen Seiten des vaskulären Netzes zu füllen. Schiffe werden mit Puffer mit einem unter Druck Perfusionssystem perfundiert und dann mit Microfil gefüllt. Um sicherzustellen, dass Microfil füllt die kleinen Gefäße höheren Widerstand, ligieren wir die großen Äste emanating aus der Aorta, die die Microfil lenkt in die Koronarien. Sobald die Befüllung abgeschlossen, um die elastischen Eigenschaften des Herzgewebes nicht mehr gequetscht Microfil von einigen Gefäßen zu verhindern, unterbinden wir zugänglich vaskulärer Ausgänge unmittelbar nach dem Füllen. Daher wird unsere Technik zur vollständigen Füllung und maximale Retention des Füllmittels optimiert und ermöglicht die Visualisierung des gesamten koronaren vaskulären Netzwerk – Arterien, Kapillaren und Venen gleichermaßen.
Herzgewebe hat einen sehr hohen metabolischen Bedarf, und erfordert daher eine konstante Versorgung mit Nährstoffen und Sauerstoff aus dem Blut durch die Koronargefäße geliefert. Erkrankungen der Herzkranzgefäße, der koronaren Funktion aufgrund Gefäßstenose und Verstopfung zu verringern, kann das Gewebe Hypoxie und Ischämie führen, und setzen die betroffenen Patienten mit einem Risiko für Myokardinfarkt und zu irreparablen Schäden am Herzmuskel. Ein besseres Verständnis des erkrankten Zustand dieser Gefäße…
The authors have nothing to disclose.
Wir danken Dr. Kelly Stevens für erste Versuche des Protokolls, Dr. Michael Simons, Dr. Kip Hauch, und die Mitglieder der beiden ihre Labore für allgemeine Diskussionen.
Diese Arbeit ist die Unterstützung durch Zuschüsse NIH HL087513 und P01 HL094374.
Name of the reagent | Company | Catalogue number | Comments |
1 ml syringes | Becton Dickinson | BD-309602 | |
1/2cc insulin syringes with permanently attached 29G ½’ needles | Becton Dickinson | BD-309306 | |
2″ x 2″ Gauze pads | Med101store.com | SKU 2208 | |
24G ¾” Angiocath IV catheter | Becton Dickinson | BD-381112 | |
26G ½”gauge needles | Becton Dickinson | BD-305111 | |
Adenosine | Sigma | A9251 | 1g/L in PBS for Vasodilation Buffer (with Papaverine) |
Angled Graefe Forceps | Fine Science Tools | 11052-10 | |
Cotton-tipped applicators: 6″ non-sterile | Cardinal Health | C15055-006 | |
Curved Surgical Scissors | Fine Science Tools | 14085-09 | |
Dissecting stereoscope and light source | Nikon | NA | NA |
Dissecting Tray, 11.5 x 7.5 inches | Cole-Parmer | YO-10915-12 | Filled with tar for pinning down the mouse |
Fine Curved Forceps | Aesculap | FD281R | Need two |
Heparin, 5000 U/ml stock | APP Pharmaceuticals LLC | NDC 63323-047-10 | 1:100 dilution in water |
KCl | Fisher | P217 | Saturated solution in H2O |
Ketamin (Ketaset), 100 mg/ml stock | Fort Dodge, Overland Park, KS, USA | NDC 0856-2013-01 | Mixed as 130 mg/kg body weight, with Xylazine in 0.9% saline |
Microfil | Flow Tech | MV-122 (yellow). Other color options are also available. | Mix 1:1 by weight, with 10% by volume of curing agent. Prepare just before injection, and vortex to ensure it is well mixed |
Non-sterile Suture: 6-0, braided silk | Harvard Apparatus | 723287 | |
Papaverine | American Regent Inc. | NDC 0517-4010-01 | 4mg/L in PBS for Vasodilation Buffer (with Adenosine) |
Paraformaldehyde | Sigma | P6148 | Prepared as 4% solution |
Perfusion Apparatus | See figure 2 | ||
Spring Scissors | Fine Science Tools | 15018-10 | |
Xylazine (Anased), 20 mg/gl stock | Lloyd Labs | NADA #139-236 | Mixed as 8.8 mg/kg body weight, with Ketamin in 0.9% saline |