Summary

Модифицированная пункция хвостовой вены и вены полового члена для забора крови на крысиной модели

Published: June 30, 2023
doi:

Summary

Здесь мы представляем протокол, предлагающий быстрые, простые и надежные альтернативы сбору крови для модели крыс. Мы описываем три различных метода забора крови в зависимости от контекста: пункция хвостовой вены под наркозом или на животном, находящемся в сознании, и пункция дорсальной вены полового члена под наркозом.

Abstract

Образцы крови требуются в большинстве экспериментальных конструкций животных для оценки различных гематологических параметров. В этой статье представлены две процедуры забора крови у крыс: пункция боковой хвостовой вены и пункция дорсальной вены полового члена, которые имеют значительные преимущества по сравнению с другими ранее описанными методами. Это исследование показывает, что эти две процедуры позволяют быстро брать пробы (менее 10 минут) и дают достаточные объемы крови для большинства анализов (202 мкл ± 67,7 мкл). Пункция дорсальной вены полового члена должна проводиться под наркозом, тогда как пункция боковой хвостовой вены может быть сделана сознательному, сдержанному животному.

Таким образом, чередование этих двух методов позволяет брать кровь в любой ситуации. Несмотря на то, что всегда рекомендуется оказывать помощь оператору во время процедуры для обеспечения благополучия животных, для этих методов требуется только один оператор, в отличие от большинства методов отбора проб крови, для которых требуется два. Более того, в то время как эти ранее описанные методы (например, забор крови из яремной палочки, подключичной вены) требуют обширной предварительной подготовки, чтобы избежать причинения вреда или смерти животного, пункция хвостовой вены и дорсальной вены полового члена редко приводит к летальному исходу. По всем этим причинам и в зависимости от контекста (например, для исследований, включающих самцов крыс, во время периоперационного или непосредственного послеоперационного периода, для животных с тонкими хвостовыми венами) оба метода могут использоваться поочередно для повторного забора крови.

Introduction

Забор крови необходим для большинства исследований на животных, как in vivo , так и in vitro. У крыс, поскольку частота и количество забора крови могут быть значительными, полезно иметь различные альтернативы для сбора. В предыдущих исследованиях были описаны различные методы.

Наиболее часто используемыми методами являются пункция хвостовой вены и забор крови из подкожной вены. Отбор проб хвостовых жил подходит для всех штаммов крыс. При надлежащем обучении процедура проста в выполнении и причиняет животному минимальные страдания1. Точно так же забор крови из подкожной вены, при условии, что он сделан правильно, также является быстрым и простым методом сбора. Ни один из методов не требует анестезии, и оба допускают повторные заборы небольшого количества крови. Тем не менее, пункция подкожной вены обычно дает меньший объем крови1 и требует присутствия двух человек, чтобы оставить одну заднюю конечность открытой для пункции2.

Если необходимо собрать большое количество крови у одного животного, можно использовать пункцию сердца или пункцию полой вены (до 10 мл крови может быть взято у крысы весом 150 г с помощью пункциисердца 2). Эти методы требуют анестезии и являются конечными процедурами. Животное должно быть усыплено после любого из этих двух методов2. Яремная палочка является альтернативой, которую можно использовать, если необходимо собрать большое количество крови в исследовании, которое еще не достигло своей конечной точки. Однако эта техника также требует значительных технических навыков, чтобы избежать вреда животному; следовательно, его использование должно быть ограничено3.

Другие методы, такие как забор крови из подключичной вены, не требуют использования анестетиков перед забором крови и позволяют многократно брать образцы небольших объемов крови. Однако для этого метода требуется сдержанное обращение и соответствующий разрез иглой. Неправильная операция может привести к боли или даже смертности животного, а обучение этому методу может быть привередливым4.

Другие анекдотические процедуры включают орбитальную пункцию и пункцию сублингвальной вены, обе из которых требуют анестетика и не рекомендуются и не используются широко. Хотя предыдущие исследования показали более быстрый сбор крови с помощью орбитальной пункции, чем с помощью пункции хвостовой вены, было обнаружено, что орбитальная пункция под анестезией диэтиловым эфиром переносится хуже, чем последний метод (на основе показателей возбуждения животных и выработки мочи)5. Более того, этот метод сильно зависит от мастерства человека, который выполняет процедуру, и в основном выполняется опытными ветеринарами. Для сравнения, пункция подъязычной вены менее болезненна и рекомендуется для повторного забора крови6. Однако этот метод имеет серьезные побочные эффекты, такие как снижение потребления пищи и воды, что может привести к смерти животного7.

В этом исследовании описаны два метода, используемых в нашей лаборатории для повторного забора крови. Пункция хвостовой вены может быть выполнена на животном, находящемся в сознании, при этом повреждение тканей и неблагоприятные последствия минимальны. Модификация этой техники в данном исследовании включает стабилизацию хвоста указательным и средним пальцами, что позволяет одному оператору выполнять забор крови. Пункция дорсальной вены полового члена уже была описана для простых внутривенных инъекций. Эта методика выполняется под наркозом и позволяет получить надежный источник крови в случае трудностей с другими методами (например, в ближайшем послеоперационном периоде, у небольшого животного, при проведении периоперационного забора крови под наркозом). Подобно отбору проб из хвостовой вены, травма в месте прокола окажет незначительное общее влияние на животное по сравнению с методами, упомянутыми выше8. Цель данной методики – предложить неопытным исследователям простые и надежные альтернативы забору крови в зависимости от контекста (например, для процедур, проводимых под наркозом, для исследований, включающих самцов крыс, для животных с тонкими хвостовыми венами).

Protocol

Процедуры проводились на 3-месячных крысах-самцах Льюиса, каждая из которых весила 300-400 г. В общей сложности было включено 24 животных с тремя условиями пункции: 12 крысам была выполнена пункция хвостовой вены без анестезии (групповое телевидение без анестезии), а еще 12 крыс были анестезир?…

Representative Results

Успех определялся как забор крови, дающий не менее 100 мкл крови менее чем за 10 минут (от времени пункции до конца забора крови), а неудача определялась как забор крови, дающий менее 100 мкл крови или занимающий более 10 минут для получения необходимого объема крови. Допускается максимум 250 мк…

Discussion

Пункция хвостовой вены является эффективным методом получения крови у крысы, находящейся в сознании. Однако, когда животное находится под наркозом, действие изофлурана может привести к спазмам сосудов и сделать непригодной пункцию хвостовой вены11. Как показано в этом исс?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа финансировалась Shriners Children’s Boston (B.E.U., K.U., C.L.C.). L.C. финансируется “La Bourse des Gueules Cassées”, “La Bourse Année Recherche” и “La Bourse de l’Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris”. Y.B. финансируется “La Bourse des Gueules Cassées”. Y.B. и I.F.V.R. финансируются детскими больницами Shriners (идентификатор стипендий: #84308-BOS-22, #84302-BOS-21 соответственно). Этот материал частично основан на работе, поддержанной Национальным научным фондом в рамках гранта No . 1941543 ЕЭС. Мы выражаем благодарность за частичную поддержку со стороны Национальных институтов здравоохранения США (R01EB028782, R56AI171958 и R01DK114506). Рисунок 1 был создан с помощью BioRender.com.

Materials

0.5 mL | 28 G ½  Insulin Syringes BD 329424 for tail vein puncture
0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes BD 320468 for penile vein puncture
250 L  Microtainer blood collection tubes with K2EDTA BD 365974
Gauze Sponges Curity 6939
Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine E-Z Systems EZ-190F for penile vein puncture
Isoflurane, USP Patterson Veterinary 1403-704-06 for penile vein puncture
Nosecone for Anesthesia World Precision Instruments EZ-112 for penile vein puncture
Rodent Restraint Cone Harvard Apparatus ST2 52-95-86 for tail vein puncture
Small Animal Heated Operating Table (Adjustable) Peco Services Ltd 69023
Webcol Alcohol prep pads Simply Medical 5110

References

  1. Lee, G., Goosens, K. A. Sampling blood from the lateral tail vein of the rat. Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).
  2. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
  3. Luzzi, M., et al. Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum. Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).
  4. Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
  5. Van Herck, H., et al. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).
  6. Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
  7. Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
  8. Nightingale, C. H., Mouravieff, M. Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat. Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).
  9. Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022)
  10. Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods. Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).
  11. Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).
  12. Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method. Medicine. 96 (38), 7976 (2017).
  13. Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).

Play Video

Cite This Article
Charlès, L., Agius, T., Filz von Reiterdank, I., Hagedorn, J., Berkane, Y., Lancia, H. H., Uygun, B. E., Uygun, K., Cetrulo Jr., C. L., Randolph, M. A., Lellouch, A. G. Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model. J. Vis. Exp. (196), e65513, doi:10.3791/65513 (2023).

View Video