Summary

Verbesserte Ölgewinnung mit einer Kombination von Biotensiden

Published: June 03, 2022
doi:

Summary

Wir veranschaulichen die Methoden des Screenings und der Identifizierung der biotensidproduzierenden Mikroben. Methoden zur chromatographischen Charakterisierung und chemischen Identifizierung der Biotenside, zur Bestimmung der industriellen Anwendbarkeit des Biotensids zur Verbesserung der Restölgewinnung werden ebenfalls vorgestellt.

Abstract

Biotenside sind oberflächenaktive Verbindungen, die in der Lage sind, die Oberflächenspannung zwischen zwei Phasen unterschiedlicher Polaritäten zu reduzieren. Biotenside haben sich aufgrund der geringeren Toxizität, der hohen biologischen Abbaubarkeit, der Umweltverträglichkeit und der Toleranz gegenüber extremen Umweltbedingungen zu vielversprechenden Alternativen zu chemischen Tensiden entwickelt. Hier veranschaulichen wir die Methoden zum Screening von Mikroben, die Biotenside produzieren können. Die biotensidproduzierenden Mikroben wurden mittels Tropfenkollaps, Ölausbreitung und Emulsionsindex-Assays identifiziert. Die Produktion von Biotensiden wurde validiert, indem die Verringerung der Oberflächenspannung der Medien aufgrund des Wachstums der mikrobiellen Mitglieder bestimmt wurde. Wir beschreiben auch die Methoden zur Charakterisierung und Identifizierung von Biotensiden. Eine Dünnschichtchromatographie des extrahierten Biotensids mit anschließender differentieller Färbung der Platten wurde durchgeführt, um die Art des Biotensids zu bestimmen. LCMS, 1H NMR und FT-IR wurden verwendet, um das Biotensid chemisch zu identifizieren. Wir veranschaulichen ferner die Methoden zur Bewertung der Anwendung der Kombination von produzierten Biotensiden zur Verbesserung der Restölgewinnung in einer simulierten Sandpackungssäule.

Introduction

Biotenside sind die amphipathischen oberflächenaktiven Moleküle, die von Mikroorganismen produziert werden und die Fähigkeit haben, die Oberfläche und die Grenzflächenspannung zwischen zwei Phasen1 zu reduzieren. Ein typisches Biotensid enthält einen hydrophilen Teil, der normalerweise aus einem Zuckeranteil oder einer Peptidkette oder einer hydrophilen Aminosäure besteht, und einen hydrophoben Teil, der aus einer gesättigten oder ungesättigten Fettsäurekettebesteht 2. Aufgrund ihrer amphipathischen Natur sammeln sich Biotenside an der Grenzfläche zwischen den beiden Phasen und reduzieren die Grenzflächenspannung an der Grenze, was die Dispersion einer Phase in die andere erleichtert 1,3. Verschiedene Arten von Biotensiden, die bisher berichtet wurden, umfassen Glykolipide, in denen Kohlenhydrate über Esterbindungen (z. B. Rhamnolipide, Trehalolipide und Sophorolipide) an langkettige aliphatische oder hydroxy-aliphatische Säuren gebunden sind, Lipopeptide, bei denen Lipide an Polypeptidketten gebunden sind (z. B. Surfactin und Lichenysin), und polymere Biotenside, die normalerweise aus Polysaccharid-Proteinkomplexen bestehen (z. Emulsan, Liposan, Alasan und Lipomannan)4. Andere Arten von Biotensiden, die von den Mikroorganismen produziert werden, umfassen Fettsäuren, Phospholipide, neutrale Lipide und partikuläre Biotenside5. Die am meisten untersuchte Klasse von Biotensiden sind Glykolipide und unter ihnen wurden die meisten Studien über Rhamnolipideberichtet 6. Rhamnolipide enthalten ein oder zwei Moleküle Rhamnose (die den hydrophilen Teil bilden), die mit einem oder zwei Molekülen langkettiger Fettsäure (normalerweise Hydroxy-Decansäure) verbunden sind. Rhamnolipide sind primäre Glykolipide, die zuerst aus Pseudomonas aeruginosa7 berichtet wurden.

Biotenside haben im Vergleich zu ihren chemischen Gegenstücken aufgrund verschiedener einzigartiger und unverwechselbarer Eigenschaften, die sie bieten, zunehmend an Bedeutung gewonnen8. Dazu gehören eine höhere Spezifität, geringere Toxizität, größere Vielfalt, einfache Zubereitung, höhere biologische Abbaubarkeit, bessere Schaumbildung, Umweltverträglichkeit und Aktivität unter extremen Bedingungen9. Die strukturelle Vielfalt der Biotenside (Abbildung S1) ist ein weiterer Vorteil, der ihnen einen Vorteil gegenüber den chemischen Gegenstückenverschafft 10. Sie sind im Allgemeinen wirksamer und effizienter bei niedrigeren Konzentrationen, da ihre kritische Mizellenkonzentration (CMC) in der Regel um ein Vielfaches niedriger ist als bei chemischen Tensiden11. Es wurde berichtet, dass sie sehr thermostabil (bis zu 100 °C) sind und einen höheren pH-Wert (bis zu 9) und hohe Salzkonzentrationen (bis zu 50 g/l)12 tolerieren können, was mehrere Vorteile in industriellen Prozessen bietet, die eine Exposition gegenüber extremen Bedingungen erfordern13. Biologische Abbaubarkeit und geringere Toxizität machen sie für Umweltanwendungen wie die Bioremediation geeignet. Aufgrund der Vorteile, die sie bieten, haben sie in verschiedenen Branchen wie der Lebensmittel-, Landwirtschafts-, Waschmittel-, Kosmetik- und Erdölindustrie mehr Aufmerksamkeit erhalten11. Biotenside haben auch in der Ölsanierung viel Aufmerksamkeit erregt, um Erdölverunreinigungen und toxische Schadstoffe zu entfernen14.

Hier berichten wir über die Herstellung, Charakterisierung und Anwendung von Biotensiden, die von Rhodococcus sp. IITD102, Lysinibacillus sp. IITD104 und Paenibacillus sp. IITD108 hergestellt werden. Die Schritte beim Screening, der Charakterisierung und der Anwendung einer Kombination von Biotensiden für eine verbesserte Ölgewinnung sind in Abbildung 1 dargestellt.

Figure 1
Abbildung 1: Eine Methode zur verbesserten Ölgewinnung unter Verwendung einer Kombination von Biotensiden. Der schrittweise Arbeitsablauf wird angezeigt. Die Arbeiten wurden in vier Schritten durchgeführt. Zuerst wurden die mikrobiellen Stämme kultiviert und für die Produktion von Biotensid durch verschiedene Assays untersucht, darunter Tropfenkollaps-Assay, Ölausbreitungsassay, Emulsionsindex-Assay und Oberflächenspannungsmessung. Dann wurden die Biotenside aus der zellfreien Brühe extrahiert und ihre Natur mittels Dünnschichtchromatographie identifiziert und sie wurden weiter mit LCMS, NMR und FT-IR identifiziert. Im nächsten Schritt wurden die extrahierten Biotenside miteinander vermischt und das Potenzial der resultierenden Mischung für eine verbesserte Ölgewinnung mittels der Sandpacksäulentechnik bestimmt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Das Screening dieser mikrobiellen Stämme zur Herstellung von Biotensiden erfolgte durch Tropfenkollaps, Ölausbreitung, Emulsionsindexmessung und Bestimmung der Verringerung der Oberflächenspannung des zellfreien Mediums aufgrund des Wachstums der Mikroben. Die Biotenside wurden durch LCMS, 1H NMR und FT-IR extrahiert, charakterisiert und chemisch identifiziert. Schließlich wurde eine Mischung aus Biotensiden hergestellt, die von diesen Mikroben produziert wurde und zur Rückgewinnung des Restöls in einer simulierten Sandpackungssäule verwendet wurde.

Die vorliegende Studie veranschaulicht nur die Methoden, die mit dem Screening, der Identifizierung, der strukturellen Charakterisierung und der Anwendung der Biotensidkombination zur Verbesserung der Restölgewinnung verbunden sind. Es bietet keine detaillierte funktionelle Charakterisierung der Biotenside, die von den mikrobiellen Stämmen15,16 produziert werden. Verschiedene Experimente wie die Bestimmung kritischer Mizellen, die thermogravimetrische Analyse, die Oberflächenbenetzbarkeit und die biologische Abbaubarkeit werden zur detaillierten funktionellen Charakterisierung jedes Biotensids durchgeführt. Da es sich bei diesem Papier jedoch um ein Methodenpapier handelt, liegt der Schwerpunkt auf dem Screening, der Identifizierung, der strukturellen Charakterisierung und der Anwendung der Biotensidkombination zur Verbesserung der Restölgewinnung. Diese Experimente wurden nicht in diese Studie einbezogen.

Protocol

1. Wachstum mikrobieller Stämme Wiegen Sie 2 g Luria Brühe Pulver und fügen Sie zu 50 ml destilliertes Wasser in einem 250 ml konischen Kolben hinzu. Mischen Sie den Inhalt, bis sich das Pulver vollständig auflöst und machen Sie das Volumen mit destilliertem Wasser auf 100 ml. Bereiten Sie in ähnlicher Weise zwei weitere Flaschen mit 100 ml Luria-Brühe vor und legen Sie Wattestopfen auf den Hals der Kolben. Decken Sie die Baumwollstopfen mit Aluminiumfolie ab und auto…

Representative Results

Drei Bakterienstämme (Rhodococcus sp. IITD102, Lysinibacillus sp. IITD104 und Paenibacillus sp. IITD108) wurden für die Produktion von Biotensiden durch verschiedene Assays untersucht, darunter Tropfenkollaps-Assay, Ölverdrängungsassay, Emulsionsindex-Assay und Oberflächenspannungsreduktion. Zellfreie Überstände aller drei Bakterienstämme und eine Lösung aus chemischem Tensid führten zu einem Tropfenkollaps und wurden daher positiv auf das Vorhandensein der Biotenside bewertet (<stro…

Discussion

Biotenside sind eine der vielseitigsten Gruppen biologisch aktiver Komponenten, die zu attraktiven Alternativen zu chemischen Tensiden werden. Sie haben eine breite Palette von Anwendungen in zahlreichen Branchen wie Waschmittel, Farben, Kosmetika, Lebensmittel, Pharmazeutika, Landwirtschaft, Erdöl und Wasseraufbereitung aufgrund ihrer besseren Benetzbarkeit, niedrigeren CMC, diversifizierte Struktur und Umweltfreundlichkeit18. Dies hat zu einem erhöhten Interesse an der Entdeckung von mehr mikr…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren danken dem Department of Biotechnology, Government of India, für die finanzielle Unterstützung.

Materials

1 ml pipette Eppendorf, Germany G54412G
1H NMR Bruker Avance AV-III type spectrometer,USA
20 ul pipette Thermo scientific, USA H69820
Autoclave JAISBO, India Ser no 5923 Jain Scientific
Blue flame burner Rocker scientific, Taiwan dragon 200
Butanol GLR inovations, India GLR09.022930
C18 column Agilent Technologies, USA 770995-902
Centrifuge Eppendorf, Germany 5810R
Chloroform Merck, India 1.94506.2521
Chloroform-d SRL, India 57034
Falcon tubes Tarsons, India 546041 Radiation sterilized polypropylene
FT-IR Thermo Fisher Scientific, USA  Nicolet iS50
Fume hood Khera, India 47408 Customied
glacial acetic acid Merck, India 1.93002
Glass beads Merck, India 104014
Glass slides Polar industrial Corporation, USA Blue Star 75 mm * 25 mm
Glass wool Merk, India 104086
Hydrochloric acid Merck, India 1003170510
Incubator Thermo Scientific, USA MaxQ600 Shaking incubator
Incubator Khera, India Sunbim
Iodine resublimed Merck, India 231-442-4  resublimed Granules
K12 –Kruss tensiometer Kruss Scientific, Germany K100
Laminar air flow cabnet Thermo Scientific, China 1300 Series A2
LCMS Agilent Technologies, USA 1260 Infinity II
Luria Broth HIMEDIA, India M575-500G Powder
Methanol Merck, India 107018
Ninhydrin Titan Biotech Limited, India 1608
p- anisaldehyde Sigma, USA 204-602-6
Petri plate Tarsons, India 460090-90 MM Radiation sterilized polypropylene
Saponin Merck, India 232-462-6
Sodium chloride Merck, India 231-598-3
Test tubes Borosil, India 9800U06 Glass tubes
TLC plates Merck, India 1055540007
Vortex GeNei, India 2006114318
Water Bath Julabo, India SW21C

References

  1. Desai, J. D., Banat, I. M. Microbial production of surfactants and their commercial potential. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 61 (1), 47-64 (1997).
  2. Banat, I. M. Biosurfactants production and possible uses in microbial enhanced oil recovery and oil pollution remediation: a review. Bioresource Technology. 51 (1), 1-12 (1995).
  3. Singh, A., Van Hamme, J. D., Ward, O. P. Surfactants in microbiology and biotechnology: Part 2. Application aspects. Biotechnology Advances. 25 (1), 99-121 (2007).
  4. Shah, N., Nikam, R., Gaikwad, S., Sapre, V., Kaur, J. Biosurfactant: types, detection methods, importance and applications. Indian Journal of Microbiology Research. 3 (1), 5-10 (2016).
  5. McClements, D. J., Gumus, C. E. Natural emulsifiers-Biosurfactants, phospholipids, biopolymers, and colloidal particles: Molecular and physicochemical basis of functional performance. Advances in Colloid and Interface Science. 234, 3-26 (2016).
  6. Nguyen, T. T., Youssef, N. H., McInerney, M. J., Sabatini, D. A. Rhamnolipid biosurfactant mixtures for environmental remediation. Water Research. 42 (6-7), 1735-1743 (2008).
  7. Maier, R. M., Soberon-Chavez, G. Pseudomonas aeruginosa rhamnolipids: biosynthesis and potential applications. Applied Microbiology and Biotechnology. 54 (5), 625-633 (2000).
  8. Banat, I. M., Makkar, R. S., Cameotra, S. S. Potential commercial applications of microbial surfactants. Applied Microbiology and Biotechnology. 53 (5), 495-508 (2000).
  9. Mulugeta, K., Kamaraj, M., Tafesse, M., Aravind, J. A review on production, properties, and applications of microbial surfactants as a promising biomolecule for environmental applications. Strategies and Tools for Pollutant Mitigation: Avenues to a Cleaner Environment. , 3-28 (2021).
  10. Sharma, J., Sundar, D., Srivastava, P. Biosurfactants: Potential agents for controlling cellular communication, motility, and antagonism. Frontiers in Molecular Biosciences. 8, 727070 (2021).
  11. Vijayakumar, S., Saravanan, V. Biosurfactants-types, sources and applications. Research Journal of Microbiology. 10 (5), 181-192 (2015).
  12. Curiel-Maciel, N. F., et al. Characterization of enterobacter cloacae BAGM01 producing a thermostable and alkaline-tolerant rhamnolipid biosurfactant from the Gulf of Mexico. Marine Biotechnology. 23 (1), 106-126 (2021).
  13. Nikolova, C., Gutierrez, T. Biosurfactants and their applications in the oil and gas industry: current state of knowledge and future perspectives. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, (2021).
  14. Rastogi, S., Tiwari, S., Ratna, S., Kumar, R. Utilization of agro-industrial waste for biosurfactant production under submerged fermentation and its synergistic application in biosorption of Pb2. Bioresource Technology Reports. 15, 100706 (2021).
  15. Zargar, A. N., Lymperatou, A., Skiadas, I., Kumar, M., Srivastava, P. Structural and functional characterization of a novel biosurfactant from Bacillus sp. IITD106. Journal of Hazardous Materials. 423, 127201 (2022).
  16. Adnan, M., et al. Functional and structural characterization of pediococcus pentosaceus-derived biosurfactant and its biomedical potential against bacterial adhesion, quorum sensing, and biofilm formation. Antibiotics. 10 (11), 1371 (2021).
  17. Du Nouy, P. L. A new apparatus for measuring surface tension. The Journal of General Physiology. 1 (5), 521-524 (1919).
  18. Akbari, S., Abdurahman, N. H., Yunus, R. M., Fayaz, F., Alara, O. R. Biosurfactants-a new frontier for social and environmental safety: a mini review. Biotechnology Research and Innovation. 2 (1), 81-90 (2018).
  19. Bicca, F. C., Fleck, L. C., Ayub, M. A. Z. Production of biosurfactant by hydrocarbon degrading Rhodococcus ruber and Rhodococcus erythropolis. Revista de Microbiologia. 30 (3), 231-236 (1999).
  20. Kuyukina, M. S., et al. Recovery of Rhodococcus biosurfactants using methyl tertiary-butyl ether extraction. Journal of Microbiological Methods. 46 (2), 149-156 (2001).
  21. Philp, J., et al. Alkanotrophic Rhodococcus ruber as a biosurfactant producer. Applied Microbiology and Biotechnology. 59 (2), 318-324 (2002).
  22. Mutalik, S. R., Vaidya, B. K., Joshi, R. M., Desai, K. M., Nene, S. N. Use of response surface optimization for the production of biosurfactant from Rhodococcus spp. MTCC 2574. Bioresource Technology. 99 (16), 7875-7880 (2008).
  23. Shavandi, M., Mohebali, G., Haddadi, A., Shakarami, H., Nuhi, A. Emulsification potential of a newly isolated biosurfactant-producing bacterium, Rhodococcus sp. strain TA6. Colloids and Surfaces B, Biointerfaces. 82 (2), 477-482 (2011).
  24. White, D., Hird, L., Ali, S. Production and characterization of a trehalolipid biosurfactant produced by the novel marine bacterium Rhodococcus sp., strain PML026. Journal of Applied Microbiology. 115 (3), 744-755 (2013).
  25. Najafi, A., et al. Interactive optimization of biosurfactant production by Paenibacillus alvei ARN63 isolated from an Iranian oil well. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 82 (1), 33-39 (2011).
  26. Bezza, F. A., Chirwa, E. M. N. Pyrene biodegradation enhancement potential of lipopeptide biosurfactant produced by Paenibacillus dendritiformis CN5 strain. Journal of Hazardous Materials. 321, 218-227 (2017).
  27. Jimoh, A. A., Lin, J. Biotechnological applications of Paenibacillus sp. D9 lipopeptide biosurfactant produced in low-cost substrates. Applied Biochemistry and Biotechnology. 191 (3), 921-941 (2020).
  28. Liang, T. -. W., et al. Exopolysaccharides and antimicrobial biosurfactants produced by Paenibacillus macerans TKU029. Applied Biochemistry and Biotechnology. 172 (2), 933-950 (2014).
  29. Mesbaiah, F. Z., et al. Preliminary characterization of biosurfactant produced by a PAH-degrading Paenibacillus sp. under thermophilic conditions. Environmental Science and Pollution Research. 23 (14), 14221-14230 (2016).
  30. Quinn, G. A., Maloy, A. P., McClean, S., Carney, B., Slater, J. W. Lipopeptide biosurfactants from Paenibacillus polymyxa inhibit single and mixed species biofilms. Biofouling. 28 (10), 1151-1166 (2012).
  31. Gudiña, E. J., et al. Novel bioemulsifier produced by a Paenibacillus strain isolated from crude oil. Microbial Cell Factories. 14 (1), 1-11 (2015).
  32. Pradhan, A. K., Pradhan, N., Sukla, L. B., Panda, P. K., Mishra, B. K. Inhibition of pathogenic bacterial biofilm by biosurfactant produced by Lysinibacillus fusiformis S9. Bioprocess and Biosystems Engineering. 37 (2), 139-149 (2014).
  33. Manchola, L., Dussán, J. Lysinibacillus sphaericus and Geobacillus sp biodegradation of petroleum hydrocarbons and biosurfactant production. Remediation Journal. 25 (1), 85-100 (2014).
  34. Bhardwaj, G., Cameotra, S. S., Chopra, H. K. Biosurfactant from Lysinibacillus chungkukjangi from rice bran oil sludge and potential applications. Journal of Surfactants and Detergents. 19 (5), 957-965 (2016).
  35. Gaur, V. K., et al. Rhamnolipid from a Lysinibacillus sphaericus strain IITR51 and its potential application for dissolution of hydrophobic pesticides. Bioresource Technology. 272, 19-25 (2019).
  36. Habib, S., et al. Production of lipopeptide biosurfactant by a hydrocarbon-degrading Antarctic Rhodococcus. International Journal of Molecular Sciences. 21 (17), 6138 (2020).
  37. Shao, P., Ma, H., Zhu, J., Qiu, Q. Impact of ionic strength on physicochemical stability of o/w emulsions stabilized by Ulva fasciata polysaccharide. Food Hydrocolloids. 69, 202-209 (2017).
  38. . Overview of DLVO theory Available from: https://archive-ouverte.unige.ch/unige:148595 (2014)
  39. Kazemzadeh, Y., Ismail, I., Rezvani, H., Sharifi, M., Riazi, M. Experimental investigation of stability of water in oil emulsions at reservoir conditions: Effect of ion type, ion concentration, and system pressure. Fuel. 243, 15-27 (2019).
  40. Chong, H., Li, Q. Microbial production of rhamnolipids: opportunities, challenges and strategies. Microbial Cell Factories. 16 (1), 1-12 (2017).
  41. Zeng, G., et al. Co-degradation with glucose of four surfactants, CTAB, Triton X-100, SDS and Rhamnolipid, in liquid culture media and compost matrix. Biodegradation. 18 (3), 303-310 (2007).
  42. Liu, G., et al. Advances in applications of rhamnolipids biosurfactant in environmental remediation: a review. Biotechnology and Bioengineering. 115 (4), 796-814 (2018).
  43. John, W. C., Ogbonna, I. O., Gberikon, G. M., Iheukwumere, C. C. Evaluation of biosurfactant production potential of Lysinibacillus fusiformis MK559526 isolated from automobile-mechanic-workshop soil. Brazilian Journal of Microbiology. 52 (2), 663-674 (2021).
  44. Naing, K. W., et al. Isolation and characterization of an antimicrobial lipopeptide produced by Paenibacillus ehimensis MA2012. Journal of Basic Microbiology. 55 (7), 857-868 (2015).
  45. Wittgens, A., et al. Novel insights into biosynthesis and uptake of rhamnolipids and their precursors. Applied Microbiology and Biotechnology. 101 (7), 2865-2878 (2017).
  46. Rahman, K., Rahman, T. J., McClean, S., Marchant, R., Banat, I. M. Rhamnolipid biosurfactant production by strains of Pseudomonas aeruginosa using low-cost raw materials. Biotechnology Progress. 18 (6), 1277-1281 (2002).
  47. Bahia, F. M., et al. Rhamnolipids production from sucrose by engineered Saccharomyces cerevisiae. Scientific Reports. 8 (1), 1-10 (2018).
  48. Kim, C. H., et al. Desorption and solubilization of anthracene by a rhamnolipid biosurfactant from Rhodococcus fascians. Water Environment Research. 91 (8), 739-747 (2019).
  49. Nalini, S., Parthasarathi, R. Optimization of rhamnolipid biosurfactant production from Serratia rubidaea SNAU02 under solid-state fermentation and its biocontrol efficacy against Fusarium wilt of eggplant. Annals of Agrarian Science. 16 (2), 108-115 (2018).
  50. Wang, Q., et al. Engineering bacteria for production of rhamnolipid as an agent for enhanced oil recovery. Biotechnology and Bioengineering. 98 (4), 842-853 (2007).
  51. Câmara, J., Sousa, M., Neto, E. B., Oliveira, M. Application of rhamnolipid biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa in microbial-enhanced oil recovery (MEOR). Journal of Petroleum Exploration and Production Technology. 9 (3), 2333-2341 (2019).
  52. Amani, H., Mehrnia, M. R., Sarrafzadeh, M. H., Haghighi, M., Soudi, M. R. Scale up and application of biosurfactant from Bacillus subtilis in enhanced oil recovery. Applied Biochemistry and Biotechnology. 162 (2), 510-523 (2010).
  53. Gudiña, E. J., et al. Bioconversion of agro-industrial by-products in rhamnolipids toward applications in enhanced oil recovery and bioremediation. Bioresource Technology. 177, 87-93 (2015).
  54. Sun, G., Hu, J., Wang, Z., Li, X., Wang, W. Dynamic investigation of microbial activity in microbial enhanced oil recovery (MEOR). Petroleum Science and Technology. 36 (16), 1265-1271 (2018).
  55. Jha, S. S., Joshi, S. J., SJ, G. Lipopeptide production by Bacillus subtilis R1 and its possible applications. Brazilian Journal of Microbiology. 47 (4), 955-964 (2016).
  56. Darvishi, P., Ayatollahi, S., Mowla, D., Niazi, A. Biosurfactant production under extreme environmental conditions by an efficient microbial consortium, ERCPPI-2. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 84 (2), 292-300 (2011).
  57. Al-Wahaibi, Y., et al. Biosurfactant production by Bacillus subtilis B30 and its application in enhancing oil recovery. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 114, 324-333 (2014).
  58. Moutinho, L. F., Moura, F. R., Silvestre, R. C., Romão-Dumaresq, A. S. Microbial biosurfactants: A broad analysis of properties, applications, biosynthesis, and techno-economical assessment of rhamnolipid production. Biotechnology Progress. 37 (2), 3093 (2021).
  59. Youssef, N., Simpson, D. R., McInerney, M. J., Duncan, K. E. In-situ lipopeptide biosurfactant production by Bacillus strains correlates with improved oil recovery in two oil wells approaching their economic limit of production. International Biodeterioration & Biodegradation. 81, 127-132 (2013).
  60. Ruckenstein, E., Nagarajan, R. Critical micelle concentration and the transition point for micellar size distribution. The Journal of Physical Chemistry. 85 (20), 3010-3014 (1981).
  61. de Araujo, L. L., et al. Microbial enhanced oil recovery using a biosurfactant produced by Bacillus safensis isolated from mangrove microbiota-Part I biosurfactant characterization and oil displacement test. Journal of Petroleum Science and Engineering. 180, 950-957 (2019).
  62. Banat, I. M., De Rienzo, M. A. D., Quinn, G. A. Microbial biofilms: biosurfactants as antibiofilm agents. Applied Microbiology and Biotechnology. 98 (24), 9915-9929 (2014).
  63. Klosowska-Chomiczewska, I., Medrzycka, K., Karpenko, E. Biosurfactants-biodegradability, toxicity, efficiency in comparison with synthetic surfactants. Research and Application of New Technologies in Wastewater Treatment and Municipal Solid Waste Disposal in Ukraine, Sweden, and Poland. 17, 141-149 (2013).
  64. Fernandes, P. A. V., et al. Antimicrobial activity of surfactants produced by Bacillus subtilis R14 against multidrug-resistant bacteria. Brazilian Journal of Microbiology. 38 (4), 704-709 (2007).
  65. Santos, D. K. F., Rufino, R. D., Luna, J. M., Santos, V. A., Sarubbo, L. A. Biosurfactants: multifunctional biomolecules of the 21st century. International Journal of Molecular Sciences. 17 (3), 401 (2016).

Play Video

Cite This Article
Nissar Zargar, A., Patil, N., Kumar, M., Srivastava, P. Enhanced Oil Recovery using a Combination of Biosurfactants. J. Vis. Exp. (184), e63207, doi:10.3791/63207 (2022).

View Video