Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (IRM)
Summary
Aquí presentamos un modelo estandarizado de ratón SAH, inducido por perforación de filamento endovascular, combinado con imágenes de resonancia magnética (MRI) 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales relevantes.
Abstract
El modelo de perforación de filamento endovascular para imitar la hemorragia subaracnoidea (HSA) es un modelo de uso común, sin embargo, la técnica puede causar una alta tasa de mortalidad, así como un volumen incontrolable de HSA y otras complicaciones intracraneales como accidente cerebrovascular o hemorragia intracraneal. En este protocolo, se presenta un modelo estandarizado de ratón SAH, inducido por perforación de filamento endovascular, combinado con imágenes de resonancia magnética (MRI) 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales relevantes. Brevemente, los ratones C57BL/6J son anestesiados con una inyección intraperitoneal de ketamina/xilazina (70 mg/16 mg/kg de peso corporal) y colocados en posición supina. Después de la incisión del cuello en la línea media, se exponen la arteria carótida común (CCA) y la bifurcación carotídea, y se inserta una sutura de polipropileno monofilamento no absorbible 5-0 de manera retrógrada en la arteria carótida externa (ECA) y se avanza hacia la arteria carótida común. Luego, el filamento se invagina en la arteria carótida interna (ICA) y se empuja hacia adelante para perforar la arteria cerebral anterior (ACA). Después de la recuperación de la cirugía, los ratones se someten a una resonancia magnética de 7.0 T 24 h más tarde. El volumen de sangrado se puede cuantificar y clasificar a través de una resonancia magnética postoperatoria, lo que permite un grupo experimental robusto de HSA con la opción de realizar análisis de subgrupos adicionales basados en la cantidad de sangre.
Introduction
La hemorragia subaracnoidea (HSA) es causada por la ruptura de un aneurisma intracraneal y plantea una emergencia potencialmente mortal, asociada con una morbilidad y mortalidad sustanciales, que representan aproximadamente el 5% de los accidentes cerebrovasculares 1,2. Los pacientes con HSA presentan cefaleas severas, disfunción neurológica y alteración progresiva de la conciencia3. Alrededor del 30% de los pacientes con HSA mueren dentro de los primeros 30 días después del evento hemorrágico inicial4. Clínicamente, el 50% de los pacientes experimentan lesión cerebral retardada (DBI) después de una lesión cerebral temprana. La DBI se caracteriza por isquemia cerebral retardada y déficits neurológicos retardados. Los estudios actuales han demostrado que los efectos sinérgicos de varios factores diferentes conducen a la pérdida de la función neurológica, incluida la destrucción de la barrera hematoencefálica, la contracción de arterias pequeñas, la disfunción microcirculatoria y la trombosis 5,6.
Un aspecto único de la HSA es que la patogénesis se origina en una ubicación extraparenquimatosa, pero luego conduce a cascadas perjudiciales dentro del parénquima: la patología comienza con la acumulación de sangre en el espacio subaracnoideo, desencadenando una multitud de efectos intraparenquimatosos, como neuroinflamación, apoptosis de células neuronales y endoteliales, despolarización de propagación cortical y formación de edema cerebral7, 8.
La investigación clínica está limitada por varios factores, lo que hace que el modelo animal sea un elemento crítico para imitar de manera consistente y precisa los cambios pathomecanicistas de la enfermedad. Se han propuesto diferentes protocolos modelo de HSA, por ejemplo, inyección de sangre autóloga en la cisterna magna (ACM). También, un método modificado con una doble inyección de sangre autóloga en la cisterna magna y cisterna de quiasma óptico (APC) respectivamente 9,10. Si bien la inyección autóloga en sangre es una forma sencilla de simular el proceso patológico del vasoespasmo y las reacciones inflamatorias después de la hemorragia subaracnoidea, el siguiente aumento de la presión intracraneal (PIC) es relativamente lento, y no se inducen cambios notables en la permeabilidad de la barrera hematoencefálica11,12. Otro método, la colocación de sangre periarterial, generalmente utilizada en modelos grandes de HSA (por ejemplo, monos y perros), consiste en colocar sangre autóloga anticoagulada o productos sanguíneos comparables alrededor del vaso. Los cambios de diámetro de la arteria se pueden observar con un microscopio, que sirve como indicador de vasoespasmo cerebral después de laHSA 13.
Barry et al. describieron por primera vez un modelo de perforación endovascular en 1979 en el que la arteria basilar se expone después de extirpar el cráneo; luego se perfora la arteria con microelectrodos de tungsteno, utilizando una técnica estereotáctica microscópica14. En 1995, Bederson y Veelken modificaron el modelo Zea-Longa de isquemia cerebral y establecieron la perforación endovascular, que se ha mejorado continuamente desdeel año 15,16. Este método se basa en el hecho de que ratones y humanos comparten una red vascular intracraneal similar, conocida como el círculo de Willis.
Para la evaluación postoperatoria y la calificación de la HSA en el modelo de ratón, se han propuesto diferentes enfoques. Sugawara et al. desarrollaron una escala de clasificación que ha sido ampliamente utilizada desde 200817. Este método evalúa la gravedad de la HSA en función de los cambios morfológicos. Sin embargo, para este método, la morfología del tejido cerebral del ratón debe examinarse bajo visión directa y, por lo tanto, el ratón debe sacrificarse para su evaluación. Además, se han establecido varios métodos para determinar la gravedad de la HSA in vivo. Los enfoques van desde la puntuación neurológica simple hasta el monitoreo de la presión intracraneal (PIC) y varias técnicas de imagen radiológica. Además, la clasificación por resonancia magnética se ha demostrado como una nueva herramienta no invasiva para calificar la gravedad de la HSA, correlacionándose con la puntuación neurológica18,19.
Aquí, se presenta un protocolo para un modelo de HSA causado por perforación endovascular, combinado con resonancia magnética postoperatoria. En un intento de establecer un sistema para objetivar la cantidad de sangrado en un entorno in vivo , también desarrollamos un sistema para la clasificación de la HSA y la cuantificación del volumen sanguíneo total basado en la resonancia magnética ponderada en T2 de alta resolución de 7.0 T. Este enfoque asegura la correcta inducción de la HSA y la exclusión de otras patologías como el ictus, la hidrocefalia o la hemorragia intracerebral (ICH) y complicaciones.
Protocol
Representative Results
Discussion
En resumen, un modelo estandarizado de ratón de HSA inducido por operación de perforación de filamento endovascular se presenta con invasión menor, tiempo quirúrgico corto y tasas de mortalidad aceptables. La resonancia magnética se realiza 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y la exclusión de otras patologías intracraneales relevantes. Además, se clasificaron diferentes grados de sangrado de HSA y se midieron los volúmenes de sangrado, lo que permitió realizar análisis …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
SL fue apoyado por el Consejo chino de Becas. KT fue apoyado por la beca BIH-MD del Instituto de Salud de Berlín y la Sonnenfeld-Stiftung. RX cuenta con el apoyo del Programa de Científicos Clínicos de BIH-Charité, financiado por la Charité -Universitätsmedizin Berlin y el Instituto de Salud de Berlín. Agradecemos el apoyo de la Fundación Alemana de Investigación (DFG) y el Fondo de Publicación de Acceso Abierto de Charité – Universitätsmedizin Berlin.
Materials
| Eye cream | Bayer | 815529836 | Bepanthen |
| Images analysis software | ImageJ | Bundled with Java 1.8.0_172 | |
| Ligation suture (5-0) | SMI | Silk black USP | |
| Light source for microscope | Zeiss | CL 6000 LED | |
| Ketamine | CP-pharma | 797-037 | 100 mg/mL |
| MRI | Bruker | Pharmascan 70/16 | 7 Tesla |
| MRI images acquired software | Bruker | Bruker Paravision 5.1 | |
| Paracetamol (40 mg/mL) | bene Arzneimittel | 4993736 | |
| Prolene filament (5-0) | Erhicon | EH7255 | |
| Razor | Wella | HS61 | |
| Surgical instrument (Fine Scissors) | FST | 14060-09 | |
| Surgical instrument (forceps#1) | AESCULAP | FM001R | |
| Surgical instrument (forceps#2) | AESCULAP | FD2855R | |
| Surgical instrument (forceps#3) | Hammacher | HCS 082-12 | |
| Surgical instrument (Needle holder) | FST | 91201-13 | |
| Surgical instrument (Vannas Spring Scissors) | FST | 15000-08 | |
| Surgical microscope | Zeiss | Stemi 2000 C | |
| Ventilation monitoring | Stony Brook | Small Animal Monitoring & Gating System | |
| Wounding suture(4-0) | Erhicon | CB84D | |
| Xylavet | CP-pharma | 797-062 | 20 mg/mL |
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