Summary

一种评价金黄色葡萄球菌感染先天免疫反应的小鼠模型

Published: February 28, 2019
doi:

Summary

介绍了一种实时检测小鼠皮肤损伤和金黄色葡萄球菌感染的先天免疫反应的方法。通过将 lysm-egfp 小鼠 (具有荧光中性粒细胞) 与 lysm-egfp 杂交免疫缺陷小鼠株进行比较, 提高了对感染的认识, 并提出了对抗感染的方法。

Abstract

金黄色葡萄球菌(金黄色葡萄球菌) 感染, 包括耐甲氧西林的污渍, 是一个巨大的负担, 医疗系统。随着金黄色葡萄球菌感染发病率每年攀升, 需要对其致病性进行更多的研究。传染病动物模型促进了我们对宿主病原体反应的认识, 并导致了有效疗法的发展。中性粒细胞在控制金黄色葡萄球菌感染的先天免疫反应中发挥着主要作用, 它形成了一个脓肿来围住感染, 并促进细菌的清除;浸润金黄色葡萄球菌皮肤感染的中性粒细胞的数量往往与疾病的结局有关。lysm-egfp 小鼠, 拥有增强的绿色荧光蛋白 (egfp) 插入溶菌酶 m (lysm) 启动子区域 (主要用中性粒细胞表示), 当与体内全动物荧光成像 (fli) 结合使用时, 提供了一种非侵入性和纵向向受伤皮肤的中性粒细胞移出的定量方法。当与生物发光金黄色葡萄球菌菌株和连续的体内全动物生物发光成像 (bi) 结合使用时, 可以在麻醉小鼠的感染, 从感染开始到解决或死亡。老鼠对金黄色葡萄球菌产生的一些毒力因素有更强的抵抗力, 这些因素有助于人类的有效定植和感染。免疫缺陷小鼠提供了一个更敏感的动物模型, 以检查持续的金黄色葡萄球菌感染和治疗能力, 以提高先天免疫反应。在此, 我们描述了 lysm-egfp 小鼠与野生类型 lysm-egfp 小鼠一起对 myd88 缺乏的小鼠 (lysm-EGFP×MyD88/小鼠) 的反应, 以调查金黄色葡萄球菌皮肤伤口感染。多光谱同时检测通过在体内使用 fli、体内 bli 使用的细菌负担以及随着时间的推移纵向和非侵入性伤口愈合, 能够研究中性粒细胞的招募动态。

Introduction

金黄色葡萄球菌(金黄色葡萄球菌) 占美国皮肤和软组织感染 (ssti) 的大多数。在过去20年中, 耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(mrsa) 感染的发病率稳步上升 2, 这促使研究持久性的机制和发现新的治疗策略。mrsa 感染的护理标准是全身抗生素治疗, 但随着时间的推移, mrsa 对抗生素的耐药性越来越强 3, 这些药物会减少宿主的有益微生物群, 对健康造成负面影响, 尤其是在儿童4。临床前研究已经研究了治疗 mrsa 感染的替代策略5, 但将这些方法转化为临床已被证明具有挑战性, 因为出现的毒力因素, 阻止宿主免疫反应6。为了解剖驱动金黄色葡萄球菌 sst 的宿主病原体动力学, 我们结合无创和纵向读出的中性粒细胞的数量招募到伤口床与动力学措施的细菌丰度和伤口面积。

中性粒细胞是人类最丰富的循环白细胞, 也是细菌感染的第一反应者.中性粒细胞是宿主对金黄色葡萄球菌感染作出有效反应的必要组成部分, 因为它们具有杀菌机制, 包括产生活性氧、蛋白酶、抗菌肽和功能反应包括吞噬和中性粒细胞外陷阱产生8,9。人类患者的中性粒细胞功能的遗传缺陷, 如慢性肉芽肿病和 chediak-higashi 综合征, 显示出更容易感染金黄色葡萄球菌。此外, 遗传 (如先天性中性粒细胞减少症) 和后天 (如化疗患者中出现的中性粒细胞减少症) 缺陷的患者, 中性粒细胞数量的缺陷也极易感染金黄色葡萄球菌 10。鉴于中性粒细胞在清除金黄色葡萄球菌感染方面的重要性, 提高其免疫能力或调整其在金黄色葡萄球菌病变中的数量可能被证明是解决感染的有效策略。

在过去的十年里, 转基因小鼠与荧光中性粒细胞的记者已经开发, 以研究他们的贩运11,12.将中性粒细胞记者小鼠与整个动物成像技术相结合, 可以对组织和器官中的中性粒细胞进行时空分析。当与金黄色葡萄球菌的生物发光菌株结合使用时, 可以跟踪中性粒细胞的积累, 以应对金黄色葡萄球菌在细菌毒力因素的背景下的丰度和持久性, 而这些因素直接或间接地受影响组织中的中性粒细胞虫虫数13,14,15,16

与人类相比, 小鼠对金黄色葡萄球菌毒力和免疫逃避机制的易感性较低。因此, 野生小鼠可能不是一个理想的动物模型, 以调查一个特定的治疗治疗治疗慢性金黄色葡萄球菌感染的疗效。缺乏 myd88 的小鼠 (即 myd88/-小鼠), 一种免疫功能低下的小鼠株, 缺乏功能白细胞介素-1 受体 (il-1r) 和 toll 样受体 (tlr) 信号, 显示出更容易感染金黄色葡萄球菌野生小鼠17和中性粒细胞贩运的损伤到皮肤中的金黄色葡萄球菌感染部位 18.myd88/鼠中具有荧光中性粒细胞报告的小鼠株的研制为研究治疗金黄色葡萄球菌感染的疗效与目前中性粒细胞相比提供了一个替代模型记者鼠标。

在该方案中, 我们描述了免疫功能低下的 LysM-鼠的金黄色葡萄球菌感染, 并与 lysm-egfp 小鼠比较了感染的时间过程和解决方法。lysm-EGFP×MyD88/小鼠出现不解决的慢性感染, 75% 的人在8天后死于感染。在最初的中性粒细胞招募中, 一个显著的缺陷发生在感染的炎症阶段的72小时以上, 在感染的后期招募的中性粒细胞减少了50%。lysm-EGFP×MyD88鼠的易感性增加, 使这一特殊菌株成为一个严格的临床前模型, 以评估针对金黄色葡萄球菌感染的新治疗技术的有效性, 而目前的模型利用野生类型的小鼠, 特别是旨在提高先天免疫反应的技术, 以防止感染。

Protocol

所有的小鼠研究都经过了加州大学戴维斯分校动物护理和使用机构委员会的审查和批准, 并根据《动物福利法》和《健康研究推广法》的准则进行。在与动物一起工作时, 一定要使用无菌手套。 1. 鼠标源和外壳 如前所述, 在 c57bl/6j 遗传背景下衍生 lysm-egfp 小鼠。在 c57bl/6j背景下, 通过将 lysm-egfp 小鼠与 myd88/小鼠杂交, 衍生 LysM—小鼠.</li…

Representative Results

LysM-/小鼠比 lysm-egfp 小鼠更容易感染金黄色葡萄球菌 本研究中使用的金黄色葡萄球菌菌株 alc2906 18 是用质粒构建的, 质粒包含了从活菌和活性代谢细菌产生生物发光信号的lux结构。当接种到小鼠体内时, 体内生物发光成像 (bl) 技术可用于纵向测量受感染伤口内的细菌负担。LysM–…

Discussion

利用荧光中性粒细胞记者鼠生物发光金黄色葡萄球菌感染的金黄色葡萄球菌感染模型, 结合整个动物体内光学成像的先进技术, 提高了我们对先天的认识对感染的免疫反应。此前使用 lysm-egfp 小鼠的研究表明, 在感染的前 24小时内, 多达 1 x 10 7只中性粒细胞被招募到金黄色葡萄球菌感染的伤口,而伤口招募的中性粒细胞将其半衰期从1.5天延长到5天对一个<e…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项工作得到了国家卫生研究院 r01 ai129302 (至 s. i. s.) 和药理学培训方案的支持: 从板凳到床头在加州大学戴维斯分校 (nih t32 gm099608 至 l. s. a.)。加州大学戴维斯分校的分子和基因组成像 (cmgi) 提供了出色的技术支持。

Materials

14 mL Polypropylene Round-Bottom Tube Falcon 352059
6mm Disposable Biopsy Punch Integra Miltex 33-36
Bioluminescent S. aureus Lloyd Miller, Johns Hopkins  ALC 2906 SH1000
Bovine Blood Agar, 5%, Hardy Diagnostics VWR 10118-938
Buprenoprhine hydrochloride injectable Western Medical Supply 7292 0.3 mg/mL
C57BL/6J Mice Jackson Labratory 000664
Chloramphenicol (crystalline powder) Fisher BioReagents BP904-100
DPBS (1X) Gibco  14190-144
Insulin Syringes Becton, Dickson and Company 329461 .35 mm (28 G) x 12.7 mm (1/2'')
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software – IVIS Spectrum Series Perkin Elmer 128113
LysM-eGFP Mice Thomas Graff Albert Einstein College of New York  NA
Microvolume Spectrophotometer ThermoFisher Scientific ND-2000
MyD88 KO Mice Jackson Labratory 009088
Non-woven sponges AMD- Ritmed Inc A2101-CH 5 cm x 5 cm
Povidone Iodine 10% Solution Aplicare 697731
Prism 7.0 GraphPad Software License 
Tryptic Soy Broth Becton, Dickson and Company 211825

References

  1. Moran, G. J., et al. Methicillin-Resistant S. aureus Infections among Patients in the Emergency Department. New England Journal of Medicine. 355 (7), 666-674 (2009).
  2. Suaya, J. A., et al. Incidence and cost of hospitalizations associated with Staphylococcus aureus skin and soft tissue infections in the United States from 2001 through 2009. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 296 (2014).
  3. Ventola, C. L. The antibiotic resistance crisis: part 1: causes and threats. P & T : a Peer-Reviewed Journal for Formulary Management. 40 (4), 277-283 (2015).
  4. Blaser, M. J. Antibiotic use and its consequences for the normal microbiome. Science. 352 (6285), 544-545 (2016).
  5. Hilliard, J. J., et al. Anti-Alpha-Toxin Monoclonal Antibody and Antibiotic Combination Therapy Improves Disease Outcome and Accelerates Healing in a Staphylococcus aureus Dermonecrosis Model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (1), 299-309 (2015).
  6. Proctor, R. A. Recent developments for Staphylococcus aureus vaccines: clinical and basic science challenges. European Cells & Materials. 30, 315-326 (2015).
  7. Mölne, L., Verdrengh, M., Tarkowski, A. Role of Neutrophil Leukocytes in Cutaneous Infection Caused by Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 68 (11), 6162-6167 (2000).
  8. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nature Reviews Immunology. 13 (3), 159-175 (2013).
  9. Borregaard, N. Neutrophils, from Marrow to Microbes. Immunity. 33 (5), 657-670 (2010).
  10. Miller, L. S., Cho, J. S. Immunity against Staphylococcus aureus cutaneous infections. Nature Reviews Immunology. 11 (8), 505-518 (2011).
  11. Hasenberg, A., et al. Catchup: a mouse model for imaging-based tracking and modulation of neutrophil granulocytes. Nature Methods. 12 (5), 445-452 (2015).
  12. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  13. Falahee, P. C., et al. α-Toxin Regulates Local Granulocyte Expansion from Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Staphylococcus aureus-Infected Wounds. Journal of immunology. 199 (5), 1772-1782 (2017).
  14. Kim, M. -. H., et al. Dynamics of Neutrophil Infiltration during Cutaneous Wound Healing and Infection Using Fluorescence Imaging. Journal of Investigative Dermatology. 128 (7), 1812-1820 (2008).
  15. Liese, J., Rooijakkers, S. H. M., Strijp, J. A. G., Novick, R. P., Dustin, M. L. Intravital two-photon microscopy of host-pathogen interactions in a mouse model of Staphylococcus aureus skin abscess formation. Cellular Microbiology. 15 (6), 891-909 (2013).
  16. Bogoslowski, A., Butcher, E. C., Kubes, P. Neutrophils recruited through high endothelial venules of the lymph nodes via PNAd intercept disseminating Staphylococcus aureus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (10), 2449-2454 (2018).
  17. Takeuchi, O., Hoshino, K., Akira, S. Cutting Edge: TLR2-Deficient and MyD88-Deficient Mice Are Highly Susceptible to Staphylococcus aureus Infection. The Journal of Immunology. 165 (10), 5392-5396 (2000).
  18. Miller, L. S., et al. MyD88 Mediates Neutrophil Recruitment Initiated by IL-1R but Not TLR2 Activation in Immunity against Staphylococcus aureus. Immunity. 24 (1), 79-91 (2006).
  19. Macedo, L., et al. Wound healing is impaired in MyD88-deficient mice: a role for MyD88 in the regulation of wound healing by adenosine A2A receptors. The American Journal of Pathology. 171 (6), 1774-1788 (2007).
  20. Cho, J. S., et al. Neutrophil-derived IL-1β Is Sufficient for Abscess Formation in Immunity against Staphylococcus aureus in Mice. PLoS Pathogens. 8 (11), e1003047 (2012).
  21. Granick, J. L., et al. Staphylococcus aureus recognition by hematopoietic stem and progenitor cells via TLR2/MyD88/PGE2 stimulates granulopoiesis in wounds. Blood. 122 (10), 1770-1778 (2013).
  22. Kim, M. H., et al. Neutrophil survival and c-kit+-progenitor proliferation in Staphylococcus aureus-infected skin wounds promote resolution. Blood. 117 (12), 3343-3352 (2011).
  23. Foster, T. J. Immune evasion by staphylococci. Nature Reviews Microbiology. 3 (12), 948-958 (2005).
  24. Gordon, R. J., Lowy, F. D. Pathogenesis of Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus Infection. Clinical Infectious Diseases. 46 (Supplement_5), S350-S359 (2008).
  25. Cho, J. S., et al. Neutrophil-derived IL-1β Is Sufficient for Abscess Formation in Immunity against Staphylococcus aureus in Mice. PLoS Pathogens. 8 (11), e1003047-e1003020 (2012).
  26. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS ONE. 5 (9), e12580 (2010).
  27. Plaut, R. D., Mocca, C. P., Prabhakara, R., Merkel, T. J., Stibitz, S. Stably Luminescent Staphylococcus aureus Clinical Strains for Use in Bioluminescent Imaging. PLoS ONE. 8 (3), e59232 (2013).
  28. Dillen, C. A., et al. Clonally expanded γδ T cells protect against Staphylococcus aureus skin reinfection. The Journal of Clinical Investigation. 128 (3), 1026-1042 (2018).

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Cite This Article
Anderson, L. S., Reynolds, M. B., Rivara, K. R., Miller, L. S., Simon, S. I. A Mouse Model to Assess Innate Immune Response to Staphylococcus aureus Infection. J. Vis. Exp. (144), e59015, doi:10.3791/59015 (2019).

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