Summary

Oprichting van de dubbele gehumaniseerde TK-nog muis model voor HIV-geassocieerde lever pathogenese

Published: September 11, 2019
doi:

Summary

Dit protocol biedt een betrouwbare methode om gehumaniseerde muizen te vestigen met zowel menselijk immuunsysteem als levercellen. Dubbele gereconstitueerde immunodeficiënte muizen bereikt via intrasplenische injectie van humane hepatocyten en CD34+ hematopoietische stamcellen zijn vatbaar voor humaan immunodeficiëntie virus-1 infectie en even leverschade zoals waargenomen in HIV-geïnfecteerde patiënten.

Abstract

Ondanks de toegenomen levensverwachting van patiënten die geïnfecteerd zijn met humaan immunodeficiëntie virus-1 (HIV-1), is de leverziekte ontstaan als een veelvoorkomende oorzaak van hun morbiditeit. De lever Immunopathologie veroorzaakt door HIV-1 blijft ongrijpbaar. Kleine xenotransplantaatmodellen is diermodellen met humane hepatocyten en menselijk immuunsysteem kunnen de menselijke biologie van de pathogenese van de ziekte recapituleren. Hierin wordt een protocol beschreven om een dubbel gehumaniseerd muismodel tot stand te brengen door humane hepatocyten en CD34+ hematopoietische stam/voorlopercellen (HSPCs) transplantatie, om lever Immunopathologie te bestuderen zoals WAARGENOMEN bij HIV-geïnfecteerde patiënten. Om dubbele reconstitutie te bereiken, mannelijke TK-nog (NOD. CG-Prkdcscid Il2rgtm1Sug TG (Alb-tk) 7-2/shijic) muizen zijn intraperitoneaal geïnjecteerd met ganciclovir (gcv) doses te elimineren muis transgene levercellen, en met treosulfan voor nonmyeloablative conditionering, die beide vergemakkelijking van humane hepatocyten (HEP) engraftment en menselijk immuunsysteem (zijn) ontwikkeling. Humaan albumine (ALB) niveaus worden geëvalueerd voor lever engraftment, en de aanwezigheid van menselijke immuuncellen in bloed gedetecteerd doorstroming cytometrie bevestigt de oprichting van menselijk immuunsysteem. Het model ontwikkeld met behulp van het protocol beschreven hier lijkt op meerdere componenten van leverschade van HIV-1-infectie. De inrichting ervan kan essentieel blijken te zijn voor onderzoeken naar co-infectie met Hepatitis virus en voor de evaluatie van antivirale en antiretrovirale geneesmiddelen.

Introduction

Sinds de komst van antiretrovirale therapie, is er een aanzienlijke afname van sterfgevallen gerelateerd aan HIV-1 monoinfectie. Echter, leverziekte is ontstaan als een veel voorkomende oorzaak van morbiditeit bij HIV-geïnfecteerde patiënten1,2. Coinfecties van hepatitis virussen met HIV-1-infectie komen vaker voor dan 10%-30% van de HIV-geïnfecteerde personen in de Verenigde Staten3,4,5.

De gastheer-specificiteit van HIV-1 en hepatitis virussen beperkt het nut van kleine diermodellen om humane-specifieke infectieziekten te bestuderen of om meerdere aspecten van HIV-1-geassocieerde lever pathogenese onderzoeken. Immunodeficiënte muizen die het engraftment van menselijke cellen en/of weefsels (aangeduid als gehumaniseerde Muismodellen) toelaten, zijn acceptabele diermodellen voor preklinische studies6,7,8. Sinds de introductie van gehumaniseerde muizen in de vroege jaren 2000, meerdere Preklinische studies van cholestatische menselijke lever toxiciteit, humaan-specifieke pathogenen, met inbegrip van HIV-1 en HIV-geassocieerde Neurocognitieve stoornissen, Epstein Barr virus, hepatitis, en andere infectieziekten, zijn onderzocht bij deze muizen6,9,10,11. Meerdere Muismodellen voor CD34+ hspc’s en/of humane hepatocyten transplantatie zijn al lang ontwikkeld en zijn na verloop van tijd verbeterd om de pathogenese van de ziekte van het hepatitis B-virus (HBV)-geassocieerde leverziekte12te bestuderen, 13 , 14. verschillende modellen voor hspc en humane hepatocyte (HEP) transplantatie zijn gebaseerd op stammen, bekend als nog (NOD. CG-prkdcscid Il2rgtm1Sug/jictac)8,13, NSG (NOD. CG-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/Szj)15, Balb/C-Rag2-/- γc-/- (Rag2TM 1.1 FLV Il2rgTM 1.1 FLV/j)12, en Fah-/- NOD rag1-/- il2rγnull muis16. Elk model heeft echter zijn eigen voordelen en beperkingen; bijvoorbeeld, AFC8 dubbele gehumaniseerde muizen voor HEPs en menselijke stamcellen (HSCs) op een Balb/C-Rag2-/- γc-/- achtergrond maakt de succesvolle engraftment van immune cellen en hscs, maar er is een afwezigheid van een antigeen-specifieke T-en B-cel antwoord in dit model12. De belangrijkste zorgen bij het reconstitueren van dubbele gehumaniseerde muizen zijn suboptimale engraftment, een gebrek aan geschikte modellen ter ondersteuning van verschillende weefsels, niet-overeenkomende aandoeningen, immuunafstoting of transplantaat-versus-hostziekte (gvhd), en technische moeilijkheden, zoals riskante manipulaties met pasgeborenen en hoge sterftecijfers als gevolg van metabole afwijkingen13.

Hoewel gehumaniseerd muizen zijn gebruikt voor HIV-onderzoek voor vele jaren17,18,19, het gebruik van gehumaniseerde muizen te bestuderen van leverschade veroorzaakt door HIV-1 is beperkt20. We eerder gemeld de oprichting van een dubbele gehumaniseerd TK-nog muismodel en de toepassing ervan in HIV-geassocieerde leverziekte8. Dit model toont de robuuste engraftment van lever en immune cellen en aan HIV infectie pathogenese. Deze discussie presenteert een gedetailleerd protocol, met inbegrip van de meest kritische stappen in de transplantatie van menselijke hepatocyten. Een beschrijving van de Hspc’s die nodig zijn voor een geslaagde engraftment van HEPs en de oprichting van een functioneel immuunsysteem bij TK-nog muizen wordt ook gepresenteerd. Het gebruik van deze muizen om HIV-geassocieerde lever immunopathogenese te bestuderen is gedetailleerd. TK-nog mannelijke muizen met een lever-specifieke herpes simplexvirus type 1 thymidine kinase (HSV-tk) transgen worden gebruikt. Muis levercellen die dit transgen uitdrukken, kunnen gemakkelijk worden ablatie na een korte blootstelling aan een niet-toxische dosis van gcv. Getransplanteerde humane levercellen worden stabiel onderhouden binnen de muis lever zonder exogene drugs21. De muizen zijn ook voorgeconditioneerd met niet-myeloablatieve doses van treosulfan om een niche te creëren in het beenmerg van de muis voor menselijke cellen8. Immunodeficiënte TK-nog-muizen zijn intrasplenisch geïnjecteerd met HEPs en multipotente Hspc’s. De muizen worden vervolgens regelmatig gecontroleerd op bloed en lever reconstitutie door immunofhenootypering in het bloed en metingen van respectievelijk serum humaan-albuminespiegels. Muizen met een succesvolle reconstitutie van meer dan 15% voor zowel menselijke immuuncellen als HEPs zijn intraperitoneaal geïnjecteerd met HIV-1. Het effect van HIV op de lever kan worden beoordeeld al in 4-5 weken na infectie. Het is van cruciaal belang om op te merken dat, omdat HIV-1 wordt gebruikt, alle nodige voorzorgsmaatregelen moeten worden genomen bij het hanteren van het virus en het injecteren in muizen.

Protocol

Dit protocol is goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité (IACUC) aan de Universiteit van Nebraska Medical Center. Opmerking: Verkrijg toestemming van de lokale IACUC voordat u experimenten op dieren uitvoert. 1. verwerking van navelstreng bloed en de isolatie van menselijke Hspc’s Voer alle stappen van het protocol uit onder steriele omstandigheden in laminaire flow kasten. Neem de navelstreng bloed (CB)…

Representative Results

De oprichting van een Dual gehumaniseerd muismodel met menselijke lever en immune cellen kan gemakkelijk worden bewaakt bij elke stap met zeer eenvoudige ELISA en flow cytometrie, respectievelijk. Flow cytometrie wordt regelmatig uitgevoerd om de ontwikkeling van een functioneel immuunsysteem te evalueren en om het effect van HIV-infectie op immuuncellen te zien. In Dual gehumaniseerde muizen kan de ontwikkeling van functionele immuuncellen variëren van 15% tot 90% van de lymfocyten poor…

Discussion

De lever is aangetast en beschadigd bij HIV-geïnfecteerde patiënten24. Experimentele kleine diermodellen voor het bestuderen van menselijke leverziekten in de aanwezigheid van HIV-1 is zeer beperkt, ondanks de beschikbaarheid van een paar gecotransplanteerde diermodellen met CD34+ hspcs en hepatocyten7,12, 25. In in vitro experimenten, hepatocyten worden aangetoond dat een laag niveau HIV-1-…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd gesteund door het National Institute of Health Grant R24OD018546 (to L.Y.P. and S.G.). De auteurs willen graag Weizhe Li, Ph.D. bedanken voor de hulp bij chirurgische ingrepen, Amanda Branch Woods, B.S., Yan Cheng voor immunohistologie, UNMC flow cytometrie Research Facility leden Director Phillip Hexley, Ph.D., Victoria B. Smith, B.S. en Samantha Wall, b.s., unmc Advanced microscopie kern faciliteit leden Janice A. Taylor, b.s., en James R. talaska, b.s., voor de technische ondersteuning. De auteurs erkennen drs. Mamoru Ito en Hiroshi Suemizu van CIEA voor het verstrekken van TK-nog muizen en Dr. Joachim Baumgart voor het verstrekken van treosulfan. De auteurs danken Dr. Adrian Koesters, UNMC, voor haar redactionele bijdrage aan het manuscript.

Materials

27G1/2" needles BD biosciences 305109
30G1/2" needles BD biosciences 305106
5 mL polystyrene  round-bottom tube 12 x 75 mm style Corning 352054
BD 1 mL Tuberculin Syringe Without Needle BD biosciences 309659
BD FACS array bioanalyzer  BD Biosciences For purity check of eluted CD34+ cells 
BD FACS array software BD Biosciences Software to analysis acquired CD34+ cell on FACS array
BD FACS lysing solution BD Biosciences 349202 To lyse red blood cells
BD LSR II BD Biosciences Instrument for acquisiton of flow cytometry samples
BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tube BD biosciences BD 367874 To collect Cord blood
Bovine Serum Albumin  Sigma-aldrich A9576
Buprenorphine Controlled substance and pain-killer
CD14-PE BD Biosciences 555398 Specific to human
CD19-BV605 BD Biosciences 562653 Specific to human
CD34 MicroBead Kit, human Miltenyi Biotec 130-046-702 For isoation of   CD34+ HSPC
CD34-PE, human Miltenyi Biotec 130-081-002 Antibody used for purity check of eluted CD34+ cells 
CD3-AF700 BD Biosciences 557943 Specific to human
CD45-PerCPCy5.5 BD Biosciences 564105 Specific to human
CD4-APC BD Biosciences 555349 Specific to human
CD8-BV421 BD Biosciences 562428 Specific to human
Cell counting slides Bio-rad 1450015
ChargeSwitch gDNA Mini Tissue Kit Thermofisher scientific CS11204 for extraction of genomic DNA from ear piece
Cobas Amplicor system v1.5  Roche Molecular Diagnostics bioanalyzer to measure viral load
Cotton-tipped applicators   McKesson 24-106-2S
Cytokeratin-18 (CK18) DAKO M7010 Specific to human
DMSO (Dimethyl sulfoxide) Sigma-aldrich D2650-5X5ML
Extension set Microbore Slide Clamp(s) Fixed Male Luer Lock. L: 60 in L: 152 cm PV: 0.55 mL Fluid Path Sterile BD biosciences 30914 Attached to dispensing pippet and to load with HSPC and HEP suspesion
FACS Diva version 6 BD Biosciences flow cytometer software required for  acqusition of sample
Fetal Bovine Serum (FBS) Gibco 10438026
FLOWJO analysis software
v10.2
FLOWJO, LLC flow cytometry analysis software
Ganciclovir APP Pharmaceuticals, Inc. 315110 Prescripition drug
Greiner MiniCollect EDTA Tubes Greiner bio-one 450475
Hepatocytes thawing medium  Triangle Research Labs  MCHT50
Horizon Open Ligating Clip Appliers Teleflex 537061 To hold the ligating clips
Hospira Sterile Water for Injection ACE surgical supply co. Inc. 001-1187 For dilution of Buprenorphine (pain-killer)
Human Albumin ELISA Quantitation Set Bethyl laboratories E80-129 For assesing human albumin levels in mouse serum
Human hepatocyte Triangle Research Labs  HUCP1  Cryopreserved human hepatocytes, induction qualified 
Iris Scissors, Straight Ted Pella, Inc. 13295
Lancet MEDIpoint Goldenrod 5 mm
LS columns  Miltenyi Biotec 130-042-401 Used to entrap CD34+ microbeads (positive selection)
Lymphocyte Separation Medium (LSM) MP Biomedicals 50494 For isoation of   lymphocytes from peripheral blood
MACS MultiStand Miltenyi Biotec 130-042-303 holds Qudro MACS seperator and LS columns
McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors Roboz Surgical Instrument Co. RS-5605 Used to make an incision on skin to expose spleen
Micro Dissecting Forceps Roboz Surgical Instrument Co. RS-5157  to hold and pull out spleen from peritoneal cavity
mouse CD45-FITC BD Biosciences 553080 mouse-specific
PBS (Phosphate Buffered Saline) Hyclone SH30256.02
Qudro MACS separator  Miltenyi Biotec 130-090-976 holds four LS columns
RPMI 1640 medium Gibco 11875093
StepOne Plus Real Time PCR  Applied Biosystems Instrument used  to  genotype
Stepper Series Repetitive Dispensing Pipette 1ml DYMAX CORP T15469 Used to  dispense  HSPC and HEP supension in controlled manner
Suturevet PGA synthetic absorbale suture Henry Schein Animal Health 41178 Suturing of skin and peritoneum
TaqMan Gene Expression Master Mix Thermofisher scientific 4369016
TC20 automated cell counter Bio-rad 1450102
TK-NOG mice  Provided by the Central Institute for Experimental Animals (CIEA, Japan; Drs. Mamoru Ito and Hiroshi Suemizu)
Treosulfan Medac GmbH Provided by  Dr. Joachim Baumgart (medac GmbH) 
Trypan Blue Bio-rad 1450022
Vannas-type Micro Scissors, Straight, 80mm L Ted Pella, Inc. 1346 Used to make an incision on skin to expose spleen
Weck hemoclip traditional titanium ligating clips Esutures 523700 To ligate the spleen post-injection

References

  1. Smith, C., et al. Factors associated with specific causes of death amongst HIV-positive individuals in the D:A:D Study. AIDS. 24 (10), 1537-1548 (2010).
  2. Puoti, M., et al. Mortality for liver disease in patients with HIV infection: a cohort study. Journal of Acquired Immune Deficiency Syndromes. 24 (3), 211-217 (2000).
  3. Rodriguez-Mendez, M. L., Gonzalez-Quintela, A., Aguilera, A., Barrio, E. Prevalence, patterns, and course of past hepatitis B virus infection in intravenous drug users with HIV-1 infection. The American Journal of Gastroenterology. 95 (5), 1316-1322 (2000).
  4. Scharschmidt, B. F., et al. Hepatitis B in patients with HIV infection: relationship to AIDS and patient survival. Annals of Internal Medicine. 117 (10), 837-838 (1992).
  5. Lacombe, K., Rockstroh, J. HIV and viral hepatitis coinfections: advances and challenges. Gut. 61, 47-58 (2012).
  6. Brehm, M. A., Jouvet, N., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Humanized mice for the study of infectious diseases. Current Opinion in Immunology. 25 (4), 428-435 (2013).
  7. Billerbeck, E., et al. Humanized mice efficiently engrafted with fetal hepatoblasts and syngeneic immune cells develop human monocytes and NK cells. The Journal of Hepatology. 65 (2), 334-343 (2016).
  8. Dagur, R. S., et al. Human hepatocyte depletion in the presence of HIV-1 infection in dual reconstituted humanized mice. Biology Open. 7 (2), (2018).
  9. Gaska, J. M., Ploss, A. Study of viral pathogenesis in humanized mice. Current Opinion in Virology. 11, 14-20 (2015).
  10. Gorantla, S., Poluektova, L., Gendelman, H. E. Rodent models for HIV-associated neurocognitive disorders. Trends in Neurosciences. 35 (3), 197-208 (2012).
  11. Xu, D., et al. Chimeric TK-NOG mice: a predictive model for cholestatic human liver toxicity. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 352 (2), 274-280 (2015).
  12. Washburn, M. L., et al. A humanized mouse model to study hepatitis C virus infection, immune response, and liver disease. Gastroenterology. 140 (4), 1334-1344 (2011).
  13. Gutti, T. L., et al. Human hepatocytes and hematolymphoid dual reconstitution in treosulfan-conditioned uPA-NOG mice. The American Journal of Pathology. 184 (1), 101-109 (2014).
  14. Strick-Marchand, H., et al. A novel mouse model for stable engraftment of a human immune system and human hepatocytes. PLoS One. 10 (3), 0119820 (2015).
  15. Keng, C. T., et al. Characterisation of liver pathogenesis, human immune responses and drug testing in a humanised mouse model of HCV infection. Gut. 65 (10), 1744-1753 (2016).
  16. Li, F., Nio, K., Yasui, F., Murphy, C. M., Su, L. Studying HBV Infection and Therapy in Immune-Deficient NOD-Rag1-/-IL2RgammaC-null (NRG) Fumarylacetoacetate Hydrolase (Fah) Knockout Mice Transplanted with Human Hepatocytes. Methods in Molecular Biology. 1540, 267-276 (2017).
  17. Poluektova, L. Y., Garcia, J. V., Koyanagi, Y., Manz, M. G., Tager, A. M. . Humanized Mice for HIV Research. , (2014).
  18. Cheng, L., Ma, J., Li, G., Su, L. Humanized Mice Engrafted With Human HSC Only or HSC and Thymus Support Comparable HIV-1 Replication, Immunopathology, and Responses to ART and Immune Therapy. Frontiers in Immunology. 9, 817 (2018).
  19. Zhang, L., Su, L. HIV-1 immunopathogenesis in humanized mouse models. Cellular & Molecular Immunology. 9 (3), 237-244 (2012).
  20. Nunoya, J., Washburn, M. L., Kovalev, G. I., Su, L. Regulatory T cells prevent liver fibrosis during HIV type 1 infection in a humanized mouse model. The Journal of Infectious Diseases. 209 (7), 1039-1044 (2014).
  21. Hasegawa, M., et al. The reconstituted ‘humanized liver’ in TK-NOG mice is mature and functional. Biochemical and Biophysical Research Communications. 405 (3), 405-410 (2011).
  22. Higuchi, Y., et al. The human hepatic cell line HepaRG as a possible cell source for the generation of humanized liver TK-NOG mice. Xenobiotica. 44 (2), 146-153 (2014).
  23. Kosaka, K., et al. A novel TK-NOG based humanized mouse model for the study of HBV and HCV infections. Biochemical and Biophysical Research Communications. 441 (1), 230-235 (2013).
  24. Crane, M., Iser, D., Lewin, S. R. Human immunodeficiency virus infection and the liver. World Journal of Hepatology. 4 (3), 91-98 (2012).
  25. Bility, M. T., Li, F., Cheng, L., Su, L. Liver immune-pathogenesis and therapy of human liver tropic virus infection in humanized mouse models. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 28, 120-124 (2013).
  26. Kong, L., et al. Low-level HIV infection of hepatocytes. Virology Journal. 9, 1-7 (2012).
  27. Dash, P. K., et al. Long-acting nanoformulated antiretroviral therapy elicits potent antiretroviral and neuroprotective responses in HIV-1-infected humanized mice. AIDS. 26 (17), 2135-2144 (2012).
  28. Sun, S., Li, J. Humanized chimeric mouse models of hepatitis B virus infection. International Journal of Infectious Diseases. 59, 131-136 (2017).
  29. Shafritz, D. A., Oertel, M. Model systems and experimental conditions that lead to effective repopulation of the liver by transplanted cells. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 43 (2), 198-213 (2011).
  30. Almeida-Porada, G., Porada, C. D., Chamberlain, J., Torabi, A., Zanjani, E. D. Formation of human hepatocytes by human hematopoietic stem cells in sheep. Blood. 104 (8), 2582-2590 (2004).
  31. Streetz, K. L., et al. Hepatic parenchymal replacement in mice by transplanted allogeneic hepatocytes is facilitated by bone marrow transplantation and mediated by CD4 cells. Hepatology. 47 (2), 706-718 (2008).

Play Video

Cite This Article
Dagur, R. S., Wang, W., Makarov, E., Sun, Y., Poluektova, L. Y. Establishment of the Dual Humanized TK-NOG Mouse Model for HIV-associated Liver Pathogenesis. J. Vis. Exp. (151), e58645, doi:10.3791/58645 (2019).

View Video