Présenté ici est un protocole utile pour la fixation pulmonaire qui crée une condition stable pour l’évaluation histologique des spécimens de poumon à partir d’un modèle de souris de l’emphysème. Le principal avantage de ce modèle est qu’il peut fixer de nombreux poumons avec la même pression constante sans effondrement pulmonaire ou déflation.
L’emphysème est une caractéristique importante de la maladie pulmonaire obstructive chronique (MPOC). Les études impliquant un modèle de souris emphyséame exigent une fixation optimale des poumons pour produire des spécimens histologiques fiables du poumon. En raison de la nature de la composition structurelle du poumon, qui se compose en grande partie d’air et de tissu, il y a un risque qu’il s’effondre ou se dégonfle pendant le processus de fixation. Diverses méthodes de fixation pulmonaire existent, chacune ayant ses propres avantages et inconvénients. La méthode de fixation pulmonaire présentée ici utilise une pression constante pour permettre une évaluation optimale des tissus pour les études utilisant un modèle de poumon de souris emphysématous. Le principal avantage est qu’il peut fixer de nombreux poumons avec la même condition à la fois. Les échantillons pulmonaires sont obtenus à partir de souris chroniques exposées à la fumée de cigarette. La fixation pulmonaire est effectuée à l’aide d’équipements spécialisés qui permettent la production d’une pression constante. Cette pression constante maintient le poumon dans un état raisonnablement gonflé. Ainsi, cette méthode génère un spécimen histologique du poumon qui convient pour évaluer l’emphysème doux induit par la fumée de cigarette.
La MPOC est l’une des principales causes mondiales de décès1. La fumée de cigarette est la cause la plus importante de la MPOC, mais les mécanismes de pathogénie restent incomplètement définis. La MPOC présente deux caractéristiques principales, y compris la limitation progressive du débit d’air et une réponse inflammatoire anormale du poumon. Le désordre emphysème se produit fréquemment dans les poumons des patients de COPD2. Les résultats pathologiques de l’emphysème sont caractérisés par la destruction de mur alvéolif3. Plusieurs espèces animales ont été utilisées pour produire des modèles de MPOC in vivo (c.-à-d. chiens, cobayes, singes et rongeurs)4. Cependant, la souris est devenue la plus couramment utilisée dans la construction de modèles de MPOC. Cela a de nombreux avantages, y compris son faible coût, la capacité d’être génétiquement modifié, la disponibilité étendue de l’information génomique, la disponibilité des anticorps, et la capacité d’utiliser une variété de souches de souris5. Actuellement, il n’y a aucun modèle de souris qui peut imiter toutes les caractéristiques de la MPOC humaine; ainsi, les chercheurs individuels doivent choisir quel modèle convient le mieux à la recherche spécifique sur la MPOC6. Le modèle de souris emphyséame est l’un des nombreux modèles de souris COPD qui sont actuellement disponibles. D’autres modèles incluent le modèle de souris d’exacerbation, le modèle systémique de comorbidités, et le modèle de susceptibilité de COPD7.
Le modèle de souris emphyséame peut être généré par plusieurs types d’agents exogènes, y compris les agents chimiques et l’exposition à la fumée de cigarette4. L’exposition chimique (p. ex., à l’élastase) produit un type grave d’emphysème, tandis que la fumée de cigarette entraîne un emphysème léger8,9. On croit que la fumée de cigarette est la principale cause de la pathogénie de la MPOC; par conséquent, le choix de la fumée de cigarette comme un moyen de créer un modèle de souris COPD est raisonnable10. De nombreuses études ont utilisé la fumée de cigarette pour créer de l’emphysème chez la souris. Par exemple, Nikula et coll. ont réussi à créer un modèle de souris emphyséamée à partir de souris femelles B6C3F1 en les exposant à la fumée de cigarette pendant 7 ou 13 mois11. Nous avons également établi un modèle de souris emphyséame via la protéine marqueur de sénescence/SMP-30 SOURIS KO12. Il est crucial d’effectuer une méthode de fixation pulmonaire qui peut correctement visualiser ce modèle d’emphysème doux par l’exposition à la fumée de cigarette.
Diverses méthodes de fixation pulmonaire ont été établies13. Cependant, il n’existe pas de méthode standard d’or de fixation des tissus pulmonaires pour évaluer l’emphysème14. Plusieurs études de ce laboratoire ont montré que le système de fixation présenté ici est utile en créant une condition stable pour l’évaluation de l’emphysème12,15,16,17,18. Le principal avantage du système actuel est qu’il peut fixer de nombreux poumons avec la même condition à la fois sans effondrement pulmonaire ou la déflation. Le système actuel de fixation pulmonaire utilise un équipement spécial qui permet de gonfler les échantillons pulmonaires à une pression constante appropriée pendant une période donnée. Cet équipement spécial se compose de trois pièces, y compris un conteneur inférieur, conteneur supérieur, et la pompe. Les échantillons pulmonaires sont placés dans le récipient inférieur qui est relié à des agents de fixation sous pression, ce qui entraîne une différence de pression de 25 cmH2O dans le niveau d’agents entre les contenants supérieurs et inférieurs19.
La procédure de fixation pour les poumons de rongeurs présentée ici n’est pas nouvelle; cependant, ce système présente plusieurs avantages. Tout d’abord, il peut fixer de nombreux poumons (maximum de 20) avec la même condition à la fois. La Society of Toxicologic Pathology affirme que la pression pour l’instillation de la gravité varie de 22 à 25 cmH2O22. Notamment, plusieurs études ont effectué la fixation pulmonaire à une pression de 25 cmH2O13…
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été soutenu en partie par JSPS KAKENHI Grant Number 26461199 (T. Sato) et l’Institute for Environmental and Gender-Specific Medicine, Juntendo University Graduate School of Medicine, Grant Number E2920 (T. Sato). Le bailleur de rôle n’a joué aucun rôle dans la conception des méthodes actuelles et dans l’écriture du manuscrit.
10% formalin (formalin neutral buffer solution) | Wako | 060-01667 | |
Bent forceps | Hammacher | HSC187-11 | |
Cannula, size 20G | Terumo | SR-FS2032 | |
Cannula, size 22G | Terumo | SR-OT2225C | Cannula to exsanguinate lung |
Forceps | Hammacher | HSC184-10 | |
Kimtowel | Nippon Paper Crecia (Kimberly Clark) | 61000 | |
Kimwipe | Nippon Paper Crecia (Kimberly Clark) | 62011 | |
Lower container (acrylic glass material) | Tokyo Science | Custom-made | Pressure equipment component |
Roller pump | Nissin Scientific Corp | NRP-75 | Pump machine to exsanguinate lung |
Roller pump RP-2000 | Eyela (Tokyo Rikakikai Co. Ltd) | 160200 | Pressure equipment pump |
Silicone tube Ø 9 mm | Sansyo | 94-0479 | Pressure equipment component |
Somnopentyl (64.8 mg/mL) | Kyoritsu Seiyaku | SOM02-YA1312 | Pentobarbital Sodium |
Surgical scissor | Hammacher | HSB014-11 | |
Suture thread, size 0 | Nescosuture | GA01SW | |
Syringe, 1 mL | Terumo | SS-01T | |
Syringe, 1 ml with needle | Terumo | SS-01T2613S | |
Syringe, 10 mL | Terumo | SS-10ESZ | |
Three-way stopcock | Terumo | TS-TR1K01 | |
Upper container (acrylic glass material) | Tokyo Science | Custom-made | Pressure equipment component |