神经传导的测量是评价变性小鼠模型的有用工具, 但它通常只用于刺激后肢的坐骨神经。在这里, 我们描述了一个技术, 以测量在体内的复合肌肉动作电位 (CMAP) 的小鼠前肢肌肉支配的臂丛神经。
评估神经轴突的功能提供了有关神经肌肉紊乱进展的详细信息。电生理记录提供了一种敏感的方法来测量神经传导的人和啮齿动物模型。为拓宽小鼠肌电图的技术可能性, 本文介绍了用针电极测量前肢臂丛神经的复合肌动作电位 (CMAPs)。CMAP 的录音后, 刺激坐骨神经在后肢曾被描述。新引入的方法允许在额外的站点上对神经电导率进行评估, 从而提供了对神经肌肉功能的更深刻的概述。该技术提供了有关功能轴突的相对数目和髓鞘形成水平的信息。因此, 该方法可用于评估轴索疾病和脱髓鞘的条件。这种微创方法不需要提取神经, 因此它适用于对同一动物进行纵向随访的重复测量。类似的录音是在临床设置, 以强调翻译相关性的方法。
电生理学作为诊断工具, 在神经肌肉紊乱, 如运动神经元紊乱, plexopathies, 神经病, 神经肌肉连接紊乱, 和肌病。肌萎缩侧索硬化 (ALS), 其中主要是运动神经元受影响, 轴突损伤和肌肉麻痹1反映在减少 CMAP 振幅的神经传导研究 (NCS)。在夏科-玛丽牙病 (中) 轴突变性和脱髓鞘可以估计在周围神经使用2。该技术可用于确认诊断和评估疾病进展3,4。它能从动作电位振幅5的大小和脱髓鞘的程度来推断轴突病理, 从而降低传导速度、延长远端延迟或传导阻滞。6。
CMAP 测量是评价人和小鼠神经传导的一种快速、灵敏的方法。而在患者中, 在不同的地点例行执行的 CMAP 记录不同的神经和肌肉, 在小鼠, 通常只做了坐骨神经评估神经功能的后肢。然而, 在一些动物研究中, 记录 CMAP 在前-和后肢都是有利的, 例如, 遵循 ALS 和后肢之间的差异性疾病进展的小鼠模型。
本文介绍了用针电极记录小鼠前肢的 CMAPs 的方法。此外, 我们提供了一种方法来测量 CMAPs 从后肢, 同样与针电极。对后肢与环形电极 CMAPs 的测量, 已经提出了7,8。使用针电极记录 CMAPs 是一种快速的测量方法, 它不需要剃须毛皮, 并且测量后和前肢的过程只需要10分钟每动物为一位老练的研究员。此外, 这种微创方法是可行的重复测量, 以允许纵向随访的多神经的动物。
敏感记录方法对于评估疾病进展, 特别是治疗神经元紊乱动物模型的疗效至关重要。确定 CMAPs 是一种微创的电生理技术, 它经常用于临床和实验设置, 以评估神经传导在神经肌肉和神经病理性疾病3,18。在这里, 我们描述了一个新的应用 CMAP 记录在小鼠, 以测量神经传导在臂丛神经的前肢。该方法允许对变性小鼠模型中的神经元功能进行更全面和详细的纵向评估。
针电极比环形电极稍具侵入性, 特别是在纵向研究中, 必须注意尽量减少组织损伤。方法的一个可能的缺点是导致损伤从刺穿神经或肌肉。然而, 在仔细的皮下放置电极后, 肌肉和神经的损伤和破坏是可以预防的。与使用环形电极的方法相比, 这里提出的方法不需要从身体的大部分部位刮毛。因此, 对体温的动物没有任何不适或影响。
电极的定位对于正确和一致的 CMAP 振幅和延迟记录至关重要。最好是重新定位电极, 并在每个站点执行三次测量, 以确认最大的刺激和响应是达到的。正确的录音应该产生双相曲线, 如图 2所示。为规范该方法, 无神经损伤的非转基因小鼠是建立合适的、一致的电极定位优化刺激的最佳模型。可复用针电极适用于重复使用, 如果他们定期消毒, 例如与戊二醛在动物之间20分钟, 并检查锐度。
在正常的成年小鼠中, 所记录的 CMAP 振幅在刺激坐骨神经和臂丛后通常为 80-100 mV。这比用环形电极测量的反应大得多, 因为产生 20-40 mV8、19、20结果的环形电极的皮肤产生了更高的阻抗。在 ALS 小鼠模型中, 刺激坐骨神经或臂丛神经麻痹后 CMAP 振幅降低到 10-30 mV。CMAP 振幅的大小在年轻的动物是小的, 因为 CMAP 振幅增加在发展期间21。
我们这里描述的方法在 ALS 的小鼠模型中特别有用, 其中神经支配和随后的运动缺陷发生在后肢的早期, 而不是前肢13。除神经支配外, 该方法还能检测到 CMAP 振幅的预防或减速下降的神经。症状发作年龄后肢肌肉 CMAP 振幅显著下降, 阻碍进一步疾病进展的随访;由于 CMAP 振幅在疾病的早期阶段达到极低的值, 在疾病过程中它们不会进一步减少。相比之下, 轴突丢失的进展, 在前肢臂丛神经的速度较慢, 并提出了一个更敏感的选择, 以测量疾病进展较长的时间的疾病。此外, 较不退化的前肢可以提供一个更有效的地点, 以评估旨在增强轴突功能的治疗方法。
显然, 所提出的技术为神经肌肉紊乱小鼠模型的表征提供了新的可能性。CMAP 从坐骨神经和臂丛中注射针电极的录音, 是一种快速、重现性的方法, 用于评估后肢和前肢的轴突丢失和脱髓鞘。该方法的灵敏度, 使检测轴突的缺陷, 甚至在显著的马达赤字可以记录, 从而使这些缺陷的早期量化。此外, 反复试验的可能性减少了所需动物的数量, 并详细概述了个别动物不同部位神经肌肉和神经病变疾病的进展情况。
The authors have nothing to disclose.
这项研究得到了库鲁汶 (“开放未来” 和 C1), 科研基金 (FWO 住宿), 亨利 Latran 基金会, 杂色反疾病神经 Musculaires (ABMM), 肌肉萎缩症协会 (MDA), 和 als 协会和 als (比利时)。PVD 拥有 FWO-住宿的高级 investigatorship。RP 得到了来自中央治疗诊所 (CRC) 爱尔兰的赠款的支持, 目前得到爱尔兰国立大学和 FWO 的支持。
Resuable subdermal needle electrode, Pl/Ir | Technomed | TE/S61-434 | The Needle is 13 mm (0.51") in length, 0.4 mm (27G) in diameter |
Natus electrodiagnostic system | Natus Neurology | UltraPro S100 | EMG device |
Synergy | Natus Neurology | version 20.1.0.100 | EMG software for UltraPro S100 |
Physitem Controller | Rothacher-Medical GmbH | TCAT-2LV | Heating pad |
combi-vet Base Anesthesia System Digital Flowmeter with TEC 3 Vaporize | Rothacher & Partner | CV 30-301-D | Isoflurane Vaporizer and flowmeter |
Iso-Vet 1000 mg/g | Piramal Healthcare UK Limited | AP/DRUGS/220/96 | Isoflurane |
SOD1-G93A mice | The Jackson Laboratory | #002726 | ALS tg and non-tg control littermates, only females |
PrP-hFUS-WT3 mice | The Jackson Laboratory | #017916 | ALS tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females |
C57BL/6Jax mice | The Jackson Laboratory | #000664 | Non-tg mice for axotomy, male and female |
C61-PMP22 mice | Mouse line was generously donated by Prof. M. Sereda (The Max Planck Institute of Experimental Medicine, Göttingen, Germany). | CMT tg and non-tg control littermates, all groups balanced for males and females |