Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung
Summary
Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.
Abstract
Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.
Introduction
Erfolgreiche Nierentransplantation für die Behandlung von Nierenversagen wurde erstmals im Jahr 1955 zwischen eineiigen Zwillingen 1 beschrieben, seitdem hat es sich eine revolutionäre Behandlung für Patienten mit terminaler Niereninsuffizienz in der ganzen Welt und bietet sowohl eine Verbesserung in der Länge und der Lebensqualität 2. Langfristige Transplantatüberleben hat sich jedoch durch eine Vielzahl von pathologischen Prozessen, was zu chronischen Allograft-Schaden 3 behindert.
Abstoßung des transplantierten Niere beim Menschen bleibt eine der Hauptursachen für Morbidität, trotz erheblicher Verbesserungen in immunosupporessive Regimen. Das Ziel der Entwicklung eines Maus-Modell der Nierentransplantation ist es, den Prozess und die Pathologie im menschlichen Nierentransplantation 4 gefunden eng replizieren. Skoskiewicz et al. Beschrieb als erster die Maus-Modell der Nierentransplantation im Jahr 1973 5. Obwohl fortgeschrittenen mikrochirurgischen Fähigkeiten erforderlich sind, ist es ein wertvolles tool aus mehreren Gründen: die Maus-Genom ist gut charakterisiert und es gibt eine große Vielfalt von experimentellen Methoden und Techniken für die Maus-Studien zur Verfügung.
Viele Gruppen unter Verwendung des Maus-Modell der Nierentransplantation wurden die transplantierten Niere als lebenserhaltende Organ jedoch in anderen Studien und in unserem beschriebenen Methodik einer nativen Nieren des Empfängermaus wird in situ während der Dauer des Experiments 4 links verwendet. Der Vorteil ist, dass die Maus durchläuft einen einzigen Narkose und Operation, wodurch die Morbidität an die Maus und das Risiko des Todes von einem zweiten Verfahren zu reduzieren. Zusätzlich wird die Maus nicht von den negativen Auswirkungen der schrittweisen Nierenversagen leiden.
Obwohl Modelle von allogenen Abstoßung in anderen Organen wie dem Herzen und der Haut vorhanden sind, sind diese nicht immer unmittelbar relevant Nierentransplantation. Es gibt Hinweise, dass diese Modelle zu entlocken verschiedenen Modi und dymik der Abstoßung, beispielsweise der zeitliche Verlauf der Abstoßung des Herztransplantat und Nierentransplantat unterscheidet sich signifikant in bestimmten Stammkombinationen 6. Wir haben akute Nierentransplantatabstoßung Muster in BALB / c-Spendern in den nicht-transgenen FVB / NJ Mäusen beschrieben, zeigte das Modell zellulären vermittelte Schädigung mit Anhäufung von T-Zellen und Makrophagen 7. Alternativ haben wir auch beschrieben ein Modell der chronischen Transplantatschäden, die interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie zeigt, führt dies aus Transplantation einer Niere von C57BL / 6 BM12 Spender in C57BL / 6 Empfängern, da diese Mäuse werden von einem einzigen MHC-Klasse-II-Loci mis gekennzeichnet -match 8.
Mehrere Aspekte der Transplantation wurden mit dem Maus-Modell der Nierentransplantation einschließlich akuten Abstoßung, zelluläre und humorale Ablehnung, Ischämie Reperfusionsschaden und Erprobung neuartiger therapeutischer Wirkstoffe untersucht. Wir haben die chirurgischen t modifiziertenechnik um die Betriebszeit zu verringern und die Leichtigkeit der Operation. Besonders haben wir gleichzeitige Spender und Empfänger Vorbereitung und eine vereinfachte Gefäßanastomose Technik durch die Verwendung eines kontinuierlichen Aorten-Patch-Anastomose beschrieben. Dieses Video und Manuskript liefert wichtige Punkte bei der Errichtung dieser Technik zu unterstützen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die bekann beschriebenen Weise, um die arterielle Anastomose an dem distalen Aorta des Spender zum Empfänger Aorta zu verwenden, mit der Nierenarterie in Fortsetzung, die in einem Ende-zu-Seite-Weise. Wir beschreiben die Verwendung eines aortischen Patch, ähnlich dem "Carrell Patch" Spiegeln, die in der menschlichen Niere Transplantation von denen wir glauben, um bequemer durchgeführt. Obwohl in der Literatur von Spender und Empfänger operativen Zeit spärlich sind wir der Meinung, dass die Verwendung eine…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Finanzierung von Kidney Research UK, The Royal College of Surgeons of Edinburgh und der Europäischen Gesellschaft für Organtransplantation unterstützt diese Studie.
Materials
| Surgical Instruments | |||
| Blunt Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14072-10 | For skin cutting |
| Curved Castoviejo scissors | Fine Science Tools | 15017-10 | For tissue cutting |
| Spring Scissors – straight | Fine Science Tools | 15000-08 | For suture cutting |
| Toothed forceps 1×2 teeth | Fine Science Tools | 11021-12 | |
| 2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | For blunt dissecting |
| Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7) | Fine Science Tools | 11273-22 | Useful to pass around vessels |
| Curved Crile Haemostat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
| Micro clip applicator with lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
| 2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Microvascular clamps |
| 2 x Colibri 3cm wire retractor | Fine Science Tools | 17000-03 | |
| Castroviejo needle holder with lock | Fine Science Tools | 120660-01 | |
| Wound clip applicator | Fine Science Tools | 12031-07 | |
| 7mm wound clips | Fine Science Tools | 12032-07 | Remove 7 to 10 days after surgery |
| Equipment | |||
| OPMI pico microscope | Carl Zeiss | S100 | |
| Thermal cautery unit with fine tip | Geiger | 150A | |
| Heat electronic pad | Cozee Cumfort | n/a | |
| Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoclave |
| Disposable equipment | |||
| 7/O Silk braided suture | Pearsall | 30514 | |
| 10/O Dafilon (polyamide) suture | B-Braun | G1118099 | |
| 6/O Vicryl (plygalectin) | Ethicon | W9537 | |
| Regular bevel needle, 1 inch, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | For ureteric anastamosis |
| Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
| Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
| Insulin needle 1ml, 29G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
| Insulin needle 0.3ml, 30G | Bection, Dickinson and Company | 324826 | |
| 1 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
| 5 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 302187 | |
| Wypall paper swabs | Kimberley-Clark | L40 | sterilised by autoclave |
| Cotton wool buds | Johnson and Johnson | n/a | sterilised by autoclave |
| Plain drapes | Guardian | CB03 | sterilised by autoclave |
| Cell culture dish 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
| Dispensing Pin | B-Braun | DP3500L / 413501 | Used with NaCl 0.9% |
| Re-agents and Drugs | |||
| (Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
| (Videne) Povidone-iodine 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
| (Vetalar V) Ketamine hydrochloride | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml solution (dose 200mg/kg) |
| (Domitor) Medetomidine hydrochloride | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dose 0.5mg/kg) |
| (Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride | Alsto Animal Health | Vm 00063/4002 | 0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg) |
| (Antisedan) Atipamezole hydrochoride | Orion Pharma | Vm 06043/4004 | 5mg/ml (dose 2mg/kg) |
| University of Wisconsin Solution | Belzer Bridge to Life | n/a | dose approximately 500 microlitres/mouse |
| NaCl 0.9% | Baxter | FKE1323 | |
| Heparin Sulphate | non-proprietary | n/a | 5000units/ml (dose 5units/mouse) |
References
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- Nankivell, B. J., Alexander, S. I. . Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).
- Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. Systematic review of mouse kidney transplantation. Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).
- Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant. Proc. 5, 721-725 (1973).
- Zhang, Z., et al. Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations. Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).
- Qi, F., et al. Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation. Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).
- Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3. Transplantation. 93, 477-484 (2012).
- Jabs, W. J., et al. Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice. Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).
- Lin, T., et al. Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection. Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).
