Negli animali con grandi neuroni identificati (<em> Ad esempio,</em> Molluschi), l'analisi delle piscine motore viene fatto utilizzando tecniche intracellulari<sup> 1,2,3,4</sup>. Recentemente, abbiamo sviluppato una tecnica per stimolare extracellulare e registrare i singoli neuroni in<em> Aplysia californica</em<sup> 5</sup>. Descriviamo ora un protocollo per utilizzare questa tecnica per identificare e caratterizzare motoneuroni all'interno di un pool motore.
Negli animali con grandi neuroni identificati (ad esempio molluschi), analisi di piscine motore viene fatto utilizzando tecniche intracellulari 1,2,3,4. Recentemente, abbiamo sviluppato una tecnica per stimolare extracellulare e registrare i singoli neuroni in Aplysia californica 5. Descriviamo ora un protocollo per utilizzare questa tecnica per identificare e caratterizzare motoneuroni all'interno di un pool motore.
Questa tecnica ha vantaggi extracellulare. Primi elettrodi extracellulari, può stimolare e registrare i neuroni attraverso la guaina 5, quindi non ha bisogno di essere rimosso. Così, i neuroni saranno più sani in esperimenti extracellulari che in quelli intracellulari. Secondo, se gangli sono ruotate di appropriate pinning della guaina, elettrodi extracellulari possono accedere neuroni su entrambi i lati del ganglio, che rende più facile e più efficace per identificare neuroni multipli nella stessa preparazione. In terzo luogo, extracellulareLAR elettrodi non devono penetrare nelle cellule, e quindi può essere facilmente spostato avanti e indietro tra neuroni, causando meno danni. Ciò è particolarmente utile quando si cerca di registrare i neuroni multipli durante ripetere schemi motori che possono persistere per qualche minuto. In quarto luogo, gli elettrodi extracellulari sono più flessibili di quelli intracellulari durante i movimenti muscolari. Elettrodi intracellulari può tirare fuori e danneggiare i neuroni durante le contrazioni muscolari. Al contrario, poiché elettrodi extracellulari pigiate delicatamente sulla guaina sopra neuroni, di solito soggiornare sopra il neurone stesso durante le contrazioni muscolari, e quindi può essere utilizzato in più preparazioni intatti.
Per identificare in modo univoco i neuroni motori per un parco macchine (in particolare, la I1/I3 muscolo in Aplysia) con elettrodi extracellulari, si possono usare le funzioni che non richiedono misure intracellulari come criteri: dimensione del soma e la posizione, la proiezione assonale, e innervazione muscolare 4, 6,7. Per la piscina particolare motore utilizzato per illustrare la tecnica, abbiamo registrato da nervi vestibolari 2 e 3 per misurare proiezioni assonali, e misurato le forze di contrazione del muscolo I1/I3 per determinare il modello di innervazione muscolare per i motoneuroni singoli.
Dimostriamo il processo completo della prima motoneuroni identificano con innervazione del muscolo, quindi caratterizzare la loro tempistica durante schemi motori, la creazione di un metodo semplificato diagnostico per l'identificazione rapida. Il metodo più semplice e rapida diagnosi è superiore per preparazioni più intatte, ad esempio nella preparazione massa sospesa buccale 8 o 9 in vivo. Questo processo può essere applicato anche in altri autoveicoli piscine 10,11,12 in Aplysia o in altri sistemi animali 2,3,13,14.
Negli animali con grandi neuroni identificati, come molluschi (ad esempio, Lymnaea, Helix, e Aplysia), analisi di piscine motore è in genere fatto utilizzando la registrazione intracellulare 1,2,3,4. In questo protocollo, si descrive un processo per identificare univocamente i neuroni motori per un pool motore utilizzando una tecnica extracellulare. Abbiamo usato le misure di forza, come un esempio di questo processo. Si potrebbe anche usare EMG per misurare innervazioni muscolari. Brevemen…
The authors have nothing to disclose.
Questa ricerca è stata sostenuta da sovvenzioni NIH e NSF NS047073 concessione DMS1010434.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Sodium chloride | Fisher Scientific | S671 | Biological, Certified |
Potassium chloride | Fisher Scientific | P217 | Certified ACS |
Magnesium chloride hexahydrate | Acros Organics | 19753 | 99% |
Magnesium sulfate heptahydrate | Fisher Scientific | M63 | Certified ACS |
Calcium chloride dihydrate | Fisher Scientifc | C79 | Certified ACS |
Glucose (dextrose) | Sigma-Aldrich | G7528 | BioXtra |
MOPS buffer | Acros Organics | 17263 | 99% |
Carbachol | Acros Organics | 10824 | 99% |
Sodium hydroxide | Fisher Scientific | SS255 | Certified |
Hydrochloric acid | Fisher Scientific | SA49 | Certified |
Single-barreled capillary glass | A-M Systems | 6150 | |
Flaming-Brown micropipette puller model P-80/PC | Sutter Instruments | Filament used: FT345B | |
Enamel coated stainless steel wire | California Fine Wire | 0.001D, coating h | |
Household Silicone II Glue | GE | ||
Duro Quick-Gel superglue | Henkel corp. | ||
A-M Systems model 1700 amplifier | A-M Systems | Filter settings: 10-500 Hz for the I2 nerve/muscle; 300-500 Hz for all the other nerves | |
Pulsemaster Multi-Channel Stimulator | World Precision Instruments | A300 | |
Stimulus Isolator | World Precision Instruments | A360 | |
AxoGraph X | AxoGraph Scientific | Software for recordings | |
Gold Connector Pins | Bulgin | SA3148/1 | |
Gold Connector Sockets | Bulgin | SA3149/1 | |
Sylgard 184 Silicone Elastomer | Dow Corning | ||
100 x 15 mm Crystalizing Dish | Pyrex | ||
High Vacuum Grease | Dow Corning | ||
Pipet Tips | Fisher Scientific | 21-375D | |
Minutien Pins | Fine Science Tools | 26002-10 | |
Modeling Clay | Sargent Art | 22-4400 | |
Whisper Air Pump | Tetra | 77849 | |
Aquarium Tubing | Eheim | 7783 | 12/16 mm |
Elite Airstone | Hagen | A962 | |
Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 15000-08 | |
Dumont #5 Fine Forceps | Fine Science Tools | 11254-20 | |
Kimwipes | Kimberly-Clark | 34155 |