El método describe el procedimiento mediante el cual el hawaiano calamar bobtail,<em> Euprymna scolopes</em> Y su simbionte bacteriano,<em> Vibrio fischeri</em>, Se elevan por separado y después se introdujo para permitir la colonización específica del órgano de luz calamar por las bacterias. Detección colonización por bacterias luminiscencia-derivado y por recuento directo de las colonias se describen.
Bacterias específicas se encuentran en asociación con el tejido animal 1-5. Estas bacterias de acogida las asociaciones (simbiosis) pueden ser perjudiciales (patógeno), no tienen ninguna consecuencia de fitness (comensales), o ser beneficiosa (mutualismo). Si bien se ha prestado mucha atención a las interacciones patógenas, poco se sabe acerca de los procesos que determinan la adquisición reproducible de beneficio / comensal bacterias del medio ambiente. El mutualismo de luz de órganos entre la marina bacteria Gram negativa V. fischeri y el calamar hawaiano bobtail, E. scolopes, representa una interacción muy específico en el que un único equipo (E. scolopes) establece una relación simbiótica con una sola especie bacteriana (V. fischeri) a lo largo de su ciclo de vida 6,7. La bioluminiscencia producida por V. fischeri durante esta interacción proporciona un beneficio anti-depredadores a E. scolopes durante las actividades nocturnas, mientras que 8,9el tejido del huésped, rica en nutrientes proporciona V. fischeri con un nicho protegido 10. En cada generación de acogida, esta relación se resume, por lo que representa un proceso predecible que puede ser evaluado en detalle en las distintas etapas de desarrollo simbiótico. En el laboratorio, el menor calamar escotilla aposymbiotically (uncolonized), y, si se recogen dentro de los primeros 30-60 minutos y se transfiere a simbionte agua libre, no puede ser colonizado excepto por el inóculo experimental 6. Esta interacción proporciona así un sistema modelo útil en la cual evaluar los pasos individuales que conducen a la adquisición específica de un microbio simbiótica desde el entorno de 11,12.
Aquí se describe un método para evaluar el grado de colonización que se produce cuando recién nacidas aposymbiotic E. scolopes están expuestos a (artificial) de agua de mar que contienen V. fischeri. Este ensayo simple describe la inoculación, la infección natural, y la recuperaciónde bacterias simbiontes del órgano de luz naciente de la E. scolopes. Hay que tener cuidado para proporcionar un entorno uniforme para los animales durante el desarrollo simbiótico, especialmente con respecto a la calidad del agua y las señales de luz. Métodos para caracterizar la población simbiótica descritos incluyen (1) la medición de bioluminiscencia por bacterias derivados, y (2) directo de las colonias el recuento de los simbiontes recuperados.
El ensayo se describe la colonización permite el análisis de un proceso de simbiosis natural en un entorno controlado de laboratorio. Como tal, se puede utilizar para evaluar la colonización por cepas mutantes, por parte de diferentes aislamientos naturales, y bajo regímenes químicas diferentes. Las variaciones en los experimentos descritos se utilizan comúnmente para evaluar diferentes aspectos de la simbiosis. La cinética de colonización puede ser medida mediante el examen de luminiscencia durante las primeras…
The authors have nothing to disclose.
Los autores agradecen el apoyo Mattias Gyllborg instalación calamares y los comentarios sobre este manuscrito, Michael Hadfield y el Laboratorio Marino Kewalo para la asistencia durante la recolección de campo, y los miembros del Laboratorio de Ruby y McFall Ngai-por sus contribuciones a este protocolo. Trabajo en el Laboratorio de Mandel es apoyado por la NSF IOS-0843633.
Name of reagent | Company | Catalogue Number | Comments |
Glass Culture Tubes, 16 mm Diameter | VWR | 47729-580 | |
Caps for Glass Culture Tubes | Fisher | NC9807998 | |
Visible Spectrophotometer for Determination of OD600 | Biowave | CO8000 | Any spectrophotometer capable of measuring OD600 will work. This unit can measure the OD600 of liquid directly in the glass culture tubes. Some adjustment of the inoculum calculation may be necessary depending on the instrument used. |
GloMax 20/20 Single-Tube Luminometer | Promega | E5311 | Equivalent to the Turner BioSystems 20/20n Luminometer. Includes the microcentrifuge tube holder. |
GloMax 20/20 Light Standard | Promega | E5341 | For luminometer calibration. |
Refractometer, Handheld | Foster and Smith Aquatics | CD-14035 | Calibrate before each use with deionized water. Rinse after every use with deionized water to prevent salt build-up. |
Instant Ocean (artificial seawater concentrate) | Foster & Smith Aquatics | CD-16881 | Prepare at 35 ‰ in deionized water, using the refractometer, then filter through a 0.2 μm SFCA filter. |
Filtration Unit | Nalgene | 158-0020 | Surfactant-free cellulose acetate (SFCA) membrane, 0.2 μm. We have observed variable results with some surfactant-containing PES filters. |
Transfer Pipettes | Fisher | 13-711-9AM | Using scissors or razor blade, cut the tip cleanly above the first ridge to increase the diameter of the pipette tip and avoid squeezing the squid hatchlings. |
Disposable Sample Bowls (plastic tumblers) | Comet | T9S (9 oz.) | Bowls for inoculation, with upper diameter 3 ¼”, lower diameter 2 ¼”, height 3″. Bowls create a homogenous environment as they have no bottom rim, in which squid can get trapped in a low-oxygen niche. The size is optimized for 40-ml inoculum. Available at webstaurantstore.com, #619PI9. |
Drosophila Vials | VWR | 89092-720 | Vial diameter matches the opening on the luminometer PMT. |
1.5 ml Microcentrifuge Tubes | ISC Bioexpress | C-3217-1CS | Tubes must fit the shape of the pestles. |
Ethanol, 200 Proof | Fisher | BP2818-100 | |
Pestles | Kimble Chase/Kontes | 749521-1500 | |
Plating Beads, 5 mm diameter | Kimble Chase | 13500 5 | Prepare 5 per tube and autoclave. |